Histologie in der Tiermedizin

Inhaltsverzeichnis

• Cover
• Half Titelseite
• Titelseite
• Impressum
• Inhalt
• Vorwort
• Teil I Histologische Technik
• 1 Grundlagen zur histologischen Technik
• 1.1 Einleitung
• 1.2 Fixierung
• 1.3 Einbettung
• 1.4 Schneiden des Präparatblocks
• 1.5 Färben der Schnitte
• 1.6 Wichtige Färbeverfahren
• 1.6.1 Alcianblau-Färbung
• 1.6.2 Eisenhämatoxylin-Färbung
• 1.6.3 Feulgen-Reaktion
• 1.6.4 Hämatoxylin-Eosin (HE)-Färbung
• 1.6.5 Imprägnation mit Metallsalzen
• 1.6.6 Pappenheimfärbung, May-Grünwald, Giemsa- und Diff-Quickfärbung
• 1.6.7 Diff-Quick®
• 1.6.8 Perjodsäure-Schiff-Reaktion (Periodic-Acid-Schiff Reaction, PAS-Reaktion)
• 1.6.9 Resorcin-Fuchsin-Kernechtrot-Färbung nach Weigert
• 1.6.10 Toluidinblau-Färbung
• 1.6.11 Trichrom-Färbungen
• 1.7 Einschluss der histologischen Präparate
• 1.8 Histochemie
• 1.8.1 Histochemischer Nachweis von Ionen
• 1.8.2 Phosphationen
• 1.8.3 Histochemischer Nachweis von Kohlenhydraten
• 1.8.4 Histochemischer Nachweis von Lipiden
• 1.8.5 Histochemischer Nachweis von Nukleinsäuren
• 1.8.6 Histochemischer Nachweis von Enzymen
• 1.8.7 Histochemischer Nachweis von biogenen Aminen
• 1.9 Immunhistochemische Methoden
• 1.10 Grundzüge der Gewebspräparation für die Elektronenmikroskopie
• Teil II Mikroskopische Analyse
• 2 Grundlagen der Mikroskopie
• 2.1 Auflösungsvermögen und Vergrößerung
• 2.2 Beleuchtungssystem
• 2.3 Abbildungssystem
• 2.4 Bedienung des Mikroskopes
• 2.5 Praktische Anleitung zum Mikroskopieren
• 2.6 Funktionsstörungen des Mikroskopes ...15
• 2.7 Anleitung zum Zeichnen
• Teil III Gewebe und Organe: Grundlagen, Abbildungen, Präparate
• 3 Zelle und Zellteilung
• 3.1 Zelle (Cellula)
• 3.1.1 Zellkern (Nucleus)
• 3.1.2 Zellmembran (Membrana cellularis)
• 3.1.3 Differenzierung der seitlichen Zellmembran (Zellkontakte)
• 3.1.4 Zytoplasma (Cytoplasma)
• 3.1.5 Zelltod
• 3.2 Zellteilung
• 3.2.1 Zellzyklus
• 3.2.2 Mitose (Mitosis, indirekte Kernteilung)
• 3.2.3 Meiose (Meiosis, Reduktionsteilung)
• 3.2.4 Endomitose
• 3.2.5 Amitose
• 4 Epithelgewebe (Textus epithelialis)
• 4.1 Oberflächenepithel (Epithelium superficiale)
• 4.1.1 Einschichtiges Plattenepithel (Epithelium simplex squamosum)
• 4.1.2 Einschichtiges isoprismatisches (kubisches) Epithel (Epithelium simplex cuboideum)
• 4.1.3 Einschichtiges hochprismatisches (zylindrisches) Epithel (Epithelium simplex columnare)
• 4.1.4 Mehrreihiges Epithel (Epithelium pseudostratificatum columnare)
• 4.1.5 Mehrschichtige Epithelien
• 4.2 Drüsenepithel (Epithelium glandulare)
• 4.2.1 Endokrine Drüsen (Glandulae endocrinae)
• 4.2.2 Exokrine Drüsen (Glandulae exocrinae)
• 5 Binde- und Stützgewebe (Textus connectivus)
• 5.1 Grundstruktur
• 5.2 Bauelemente der Binde- und Stützgewebe
• 5.2.1 Zelluläre Elemente
• 5.2.2 Bindegewebsfasern (Fibrae textus connectivi)
• 5.3 Formen der Binde- und Stützgewebe
• 5.4 Fettgewebe (Textus adiposus)
• 5.5 Knorpel (Textus cartilagineus)
• 5.6 Knochengewebe (Textus osseus)
• 5.6.1 Zellen des Knochengewebes
• 5.6.2 Interzellularsubstanz des Knochengewebes
• 5.6.3 Knochenbildung (Osteohistogenesis)
• 5.7 Zahnhartgewebe
• 6 Muskelgewebe (Textus muscularis)
• 6.1 Muskulatur
• 6.1.1 Glattes Muskelgewebe (Textus muscularis nonstriatus)
• 6.1.2 Skelettmuskulatur (Textus muscularis striatus skeletalis)
• 6.1.3 Herzmuskulatur (Textus muscularis striatus cardiacus)
• 7 Nervengewebe (Textus nervosus)
• 7.1 Nervenzellen (Neurone)
• 7.1.1 Dendrit (Dendritum)
• 7.1.2 Axon
• 7.1.3 Synapse (Synapsis)
• 7.1.4 Nerven (Nervi)
• 7.2 Gliazellen (Neuroglia, Gliocyti)
• 7.2.1 Gliazellen des Zentralen Nervensystems (ZNS)
• 7.2.2 Gliazellen des Peripheren Nervensystems (PNS)
• 8 Kreislaufsystem (Systema cardiovasculare et lymphaticum)
• 8.1 Herz (Cor)
• 8.2 Blutgefäße
• 8.2.1 Blutgefäßtypen
• 8.3 Lymphgefäße (Vasa lymphatica)
• 9 Blut und Knochenmark (Sanguis et Medulla ossium)
• 9.1 Zelluläre Bestandteile des Blutes
• 9.1.1 Rote Blutzellen (Erythrozyten)
• 9.1.2 Weiße Blutzellen (Leukozyten)
• 9.1.3 Blutplättchen (Thrombozyten)
• 9.2 Knochenmark (Medulla ossium)
• 9.2.1 Grundlagen der Hämopoese
• 9.3 Blutzellen der Vögel
• 10 Lymphatische Organe (Organa lymphopoetica)
• 10.1 Immunsystem
• 10.1.1 Humorale Immunität
• 10.1.2 Zellgebundene Immunität
• 10.2 Lymphatische Organe
• 10.2.1 Thymus (Bries)
• 10.2.2 Mandeln (Tonsillae)
• 10.2.3 Lymphknoten (Nodus lymphaticus)
• 10.2.4 Milz (Lien, Splen)
• 11 Endokrines System (Systema endocrinum)
• 11.1 Hypothalamus-Hypophysen-System
• 11.2 Hypophyse (Hirnanhangdrüse, Glandula pituitaria)
• 11.3 Epiphyse (Zirbeldrüse, Corpus pineale)
• 11.4 Schilddrüse (Glandula thyreoidea)
• 11.5 Epithelkörperchen (Nebenschilddrüse, Glandulae parathyreoideae)
• 11.6 Nebennieren (Glandulae suprarenales)
• 11.6.1 Nebennierenrinde (Cortex glandulae suprarenalis)
• 11.6.2 Nebennierenmark (Medulla glandulae suprarenalis)
• 11.7 Inselorgan des Pankreas (Insulae pancreaticae, Langerhans-Inseln)
• 11.8 Disseminiertes endokrines System des Verdauungsapparates
• 12 Verdauungsapparat (Systema digestorium)
• 12.1 Mundhöhle (Cavum oris)
• 12.1.1 Lippen und Wangen (Labia oris und Buccae)
• 12.1.2 Gaumen (Palatum)
• 12.1.3 Zunge (Lingua)
• 12.1.4 Speicheldrüsen (Glandulae salivariae)
• 12.1.5 Zähne (Dentes)
• 12.1.6 Schlund (Pharynx)
• 12.2 Rumpfdarm
• 12.2.1 Allgemeiner Bauplan des Rumpfdarmes
• 12.2.2 Speiseröhre (Ösophagus)
• 12.2.3 Magen (Ventriculus, Gaster)
• 12.2.4 Dünndarm (Intestinum tenue)
• 12.2.5 Dickdarm (Intestinum crassum)
• 12.2.6 Leber (Hepar)
• 12.2.7 Gallenblase (Vesica biliaris, Vesica fellea)
• 12.2.8 Bauchspeicheldrüse (Pancreas)
• 12.2.9 Ösophagus der Vögel
• 12.2.10 Drüsenmagen der Vögel (Proventriculus, Pars glandularis)
• 12.2.11 Muskelmagen der Vögel (Ventriculus, Pars muscularis)
• 13 Atmungsapparat (Systema respiratorium)
• 13.1 Nasenhöhle (Cavum nasi) und Nasenrachenraum
• 13.1.1 Nasenvorhof (Vestibulum nasi)
• 13.1.2 Regio respiratoria
• 13.1.3 Regio olfactoria
• 13.1.4 Rachen (Pharynx)
• 13.2 Kehlkopf (Larynx)
• 13.2.1 Kehldeckel (Epiglottis)
• 13.3 Luftröhre (Trachea)
• 13.4 Lunge (Pulmo)
• 13.4.1 Struktur des Lungengewebes
• 13.4.2 Bronchien
• 13.4.3 Bronchuli
• 13.4.4 Gasaustauschendes System
• 13.5 Brustfell (Pleura)
• 13.6 Lunge der Vögel
• 14 Harnsystem (Systema urinarium)
• 14.1 Niere (Ren)
• 14.1.1 Nephron
• 14.1.2 Tubulusapparat
• 14.1.3 Sammelrohrsystem (Tubulus renalis colligens)
• 14.1.4 Juxtaglomerulärer Apparat (Complexus iuxtaglomerularis)
• 14.2 Ableitende Harnwege
• 14.2.1 Nierenbecken (Pelvis renalis)
• 14.2.2 Harnleiter (Ureter)
• 14.2.3 Harnblase (Vesica urinaria)
• 14.2.4 Harnröhre (Urethra)
• 14.3 Niere der Vögel
• 15 Männliche Geschlechtsorgane (Organa genitalia masculina)
• 15.1 Hoden (Testis)
• 15.1.1 Intertubuläre Areale
• 15.1.2 Sertoli-Zellen (Epitheliocyti sustentantes)
• 15.2 Keimzellen und Spermatogenese
• 15.2.1 Spermatozytogenese
• 15.2.2 Meiose
• 15.2.3 Spermiogenese
• 15.2.4 Membrana propria
• 15.2.5 Intratestikuläre samenleitende Wege
• 15.3 Nebenhoden (Epididymis)
• 15.3.1 Ductuli efferentes
• 15.3.2 Nebenhodenkanal (Ductus epididymidis)
• 15.3.3 Samenleiter (Ductus deferens)
• 15.4 Akzessorische Geschlechtsdrüsen (Glandulae genitales accessoriae)
• 15.4.1 Samenblasendrüse (Bläschendrüse, Glandula vesicularis)
• 15.4.2 Prostata (Vorsteherdrüse, Glandula prostatica)
• 15.4.3 Harnröhrenzwiebeldrüse (Glandula bulbourethralis)
• 15.5 Penis (männliches Glied)
• 15.6 Hoden der Vögel
• 16 Weibliche Geschlechtsorgane (Organa genitalia feminina)
• 16.1 Ovar (Ovarium)
• 16.1.1 Merkmale der Follikelreifungsstadien
• 16.2 Eileiter (Tuba uterina, Salpinx)
• 16.3 Gebärmutter (Uterus)
• 16.3.1 Gebärmutterhals (Cervix uteri)
• 16.4 Scheide (Vagina)
• 16.4.1 Scheidenvorhof (Vestibulum vaginae) und Scham (Vulva)
• 16.5 Ovar der Vögel
• 17 Haut und Anhangsorgane (Integumentum)
• 17.1 Integumentum commune
• 17.1.1 Oberhaut (Epidermis)
• 17.1.2 Lederhaut (Dermis, Corium)
• 17.1.3 Unterhaut (Subcutis, Tela subcutanea)
• 17.2 Anhangsorgane der Haut
• 17.2.1 Haare (Pili)
• 17.2.2 Zehenendorgane
• 17.2.3 Hörner (Cornua)
• 17.2.4 Hautdrüsen (Glandulae cutis)
• 18 Sinnesorgane (Receptores sensorii et Organa sensuum)
• 18.1 Organe der Oberflächen- und Tiefensensibilität
• 18.1.1 Oberflächensensibilität (Hautsinne)
• 18.1.2 Tiefensensibilität (Propriorezeptoren)
• 18.1.3 Organe der Eingeweidesensibilität (Viszerorezeptoren)
• 18.2 Geschmacksorgan (Organum gustus)
• 18.2.1 Aufbau der Geschmacksknospen (Caliculi gustatorii)
• 18.3 Geruchsorgan (Organum olfactus)
• 18.3.1 Aufbau des Riechepithels
• 18.4 Organum vomeronasale (Jacobson Organ)
• 18.5 Auge (Oculus)
• 18.5.1 Augapfel (Bulbus oculi)
• 18.5.2 Schutz- und Hilfseinrichtungen des Auges (Organa oculi accessoria)
• 18.5.3 Auge der Vögel
• 18.6 Gleichgewichts- und Hörorgan (Organum vestibulocochleare)
• 18.6.1 Hörorgan
• 19 Nervensystem (Systema nervosum)
• 19.1 Zentrales Nervensystem
• 19.1.1 Endhirn (Großhirn, Telencephalon, Cerebrum)
• 19.1.2 Zwischenhirn (Diencephalon)
• 19.1.3 Kleinhirn (Cerebellum)
• 19.1.4 Rückenmark (Medulla spinalis)
• 19.1.5 Hüllen von Gehirn und Rückenmark (Meningen)
• 19.2 Vegetatives (autonomes) Nervensystem
• 19.2.1 Enterisches (intramurales) Nervensystem
• 19.3 Gehirn der Vögel
• Anhang
• Abbildungsnachweise
• Autoren
• Sachverzeichnis

Vorwort

Die erfolgreiche Ausübung des tierärztlichen Berufes erfordert wissenschaftliche Kenntnisse, technisches Geschick und eine positive Einstellung zum Tier. Um das erforderliche Wissen im Studium zu erreichen, gibt es eine große Zahl unterschiedlicher Lehrmittel. Trotz der zunehmenden Bedeutung von digitalen Medien nimmt das klassische Lehrbuch immer noch einen herausragenden Platz ein.

Die bewährten umfangreichen deutschsprachigen Lehrbücher der Histologie weisen allerdings einen enzyklopädischen Ansatz auf und enthalten Informationen, die weit über das prüfungsrelevante Wissen hinausgehen. Das Fehlen einer kompakten, verständlichen Zusammenfassung des aktuellen histologischen und mikroskopisch-anatomischen Lehrstoffes in der Tiermedizin wurde schon von meinen Vorgängern am Lehrstuhl, Professor Hugo Grau und Professor Peter Walter, moniert. Sie hatten mit ihrem Buch „Grundriss der Histologie und vergleichenden mikroskopischen Anatomie der Haussäugetiere“, erschienen 1967 bei Paul Parey, Berlin und Hamburg, diese Lücke erfolgreich gefüllt. Wie damals fehlt auch jetzt eine aktuelle Kurzfassung des histologischen und mikroskopisch-anatomischen Lehrstoffes in der Tiermedizin, die einerseits dem schmalen Zeitkontingent für diese Fächer im Stundenplan gerecht wird aber anderseits auch die grundlegend neuen Erkenntnis in den letzten Jahren in der Histologie berücksichtigt. Dabei war der Leitgedanke, den aktuellen Wissensstoff in knapper und verständlicher Form darzubieten, ohne bei Einzelthemen eine zu sehr in die Breite gehende Erörterung wissenschaftlicher Einzelfragen zu geben. Dafür sind die vielfältigen Möglichkeiten der digitalen Medien sicher besser geeignet. Vielmehr soll unser Buch eine solide Grundlage des histologischen Wissens liefern, bei den histologischen Praktika helfen und der gezielten und effektiven Prüfungsvorbereitung dienen. Dazu wurde unser Bildatlas „Histologie Kurs“ (erstmals erschienen 2011) um das Kapitel „Zelle und Zellteilung“ ergänzt und den einzelnen Geweben und Organen eine solide aber prägnante Besprechung ihrer histologischen und mikroskopisch-anatomischen Strukturen vorangestellt. Der Text wird durch mehr als 300 farbige Abbildungen, in denen die an deutschen tiermedizinischen Bildungsstätten traditionellerweise abgehandelten Präparate gezeigt werden, und zahlreiche Grafiken, die von der Akademischen Zeichnerin, Frau Barbara Ruppel angefertigt wurden, ergänzt.

Unser Buch kann selbstverständlich nicht den Vorlesungsbesuch und das Arbeiten mit dem Mikroskop ersetzen, vielmehr soll es den Studierenden beim sicheren Auffinden und Erkennen der wichtigsten Strukturen in den normalen, gesunden Geweben und Organen von Hausstieren helfen und damit auch eine solide Grundlage für das spätere Studium der Pathologie liefern.

Zur Erstellung der in unserem Buch vorgestellten Präparate haben an meinem ehemaligen Lehrstuhl Frau Charlotte Zahn, Frau Monica Settles, Frau Gabi Rußmeier, Frau Wiebke Scholz und Frau Christine Neumüller wesentlich beigetragen. Unser Dank gilt schließlich auch im besonderen Maße der Schlüterschen Verlagsgesellschaft. Frau Sabine Poppe und Frau Dr. Simone Bellair danken wir für ihr engagiertes Bemühen um die Planung und Fertigstellung des vorliegenden Buches.

 

München, im Sommer 2019
Fred Sinowatz und Daniela Rodler

I Histologische Technik

1 Grundlagen zur histologischen Technik

1.1 Einleitung

1.2 Fixierung

1.3 Einbettung

1.4 Schneiden des Präparatblocks

1.5 Färben der Schnitte

1.6 Wichtige Färbeverfahren

1.7 Einschluss der histologischen Präparate

1.8 Histochemie

1.9 Immunhistochemische Methoden

1.10 Grundzüge der Gewebspräparation für die Elektronenmikroskopie

 

1 Grundlagen zur histologischen Technik

 

 

 

 

1.1 Einleitung

Die Kenntnis der grundlegenden Prinzipien von häufig verwendeten Techniken ist für das Verständnis der histologischen Grundlagen von großer Bedeutung. Es soll daher vor der Besprechung der Zellen und Gewebe kurz auf wichtige Methoden der Histologie und Zytologie eingegangen werden.

Nur wenige Zellen und Gewebe können ohne Weiteres im lebenden Zustand untersucht werden. In der Regel setzt die mikroskopische Untersuchung eine längere Vorbehandlung der entnommenen Zell- und Gewebsproben voraus. Im Prinzip läuft sie in folgenden wesentlichen Schritten ab ( Abb. 1-1):

• Fixierung

• Einbetten

• Schneiden

• Färben der Schnitte

• Einschließen der histologischen Präparate

1.2 Fixierung

Durch Fixierung (Haltbarmachung) des Gewebes sollen autolytische Vorgänge verhindert und die Zellstruktur in einem möglichst natürlichen Zustand erhalten werden. Darüber hinaus werden durch die meisten Fixierungsmittel auch Bakterien und andere Mikroorganismen abgetötet, die zur Fäulnis und damit gleichfalls zum Gewebsabbau führen würden. Allerdings gelingt eine optimale Erhaltung der zellulären Struktur auch mit den besten Fixierungsmitteln nur zum Teil. Besonders wichtig für den chemisch komplexen Fixierungsvorgang ist die Ausbildung von Querverbindungen zwischen den Eiweißmolekülen (Eiweißfällung). Einige der am häufigsten verwendeten Fixierungsmittel, wie Formaldehyd und Glutaraldehyd, bewirken eine besonders ausgeprägte Proteinvernetzung, indem das Fixierungsmittel Methylen-Brücken zwischen einzelnen Proteinmolekülen bildet. Bei guter Fixierung enthält das resultierende Proteingel alle Strukturen in der Beziehung, wie sie auch in der lebenden Zelle vorliegen. Das Erscheinungsbild (Äquivalentbild) einer fixierten Zelle stimmt dann gut mit dem lebender Zellen überein. Durch die Eiweißfällung erhält das Gewebe eine fest-elastische Konsistenz, die auch für das spätere Schneiden mit dem Mikrotom wichtig ist.

Bei der üblichen histologischen Routinetechnik erfolgt die Fixierung durch Einbringen einer kleinen Gewebsprobe (Kantenlänge einige mm) in wässriges Formol (4–10%) oder in eines der gebräuchlichen Fixierungsgemische, z.B. Bouin-Lösung (Immersionsfixierung). Zur Entnahme des Gewebes sollten dabei Rasierklingen oder ein scharfes Skalpell benutzt werden, um eine mechanische Schädigung der Proben zu vermeiden. Die Fixierung kann aber auch mittels Durchspülen des zu fixierenden Organs bzw. des ganzen, anästhesierten Versuchstiers über das Gefäßsystem (Perfusionsfixierung) erfolgen. Die Perfusionsfixierung wirkt schnell und gleichmäßig und wird vor allem für Zwecke, bei denen eine optimale Strukturerhaltung notwendig ist, z.B. bei der Elektronenmikroskopie, in großem Umfang eingesetzt. Bei den üblichen Routineverfahren wird das Fixierungsmittel nach geeigneter Einwirkungsdauer mittels fließender Wässerung bzw. durch Einbringen in Pufferlösungen wieder ausgewaschen. Nach Fixierung mit Bouin-Lösung wird das Fixierungsgemisch durch Überführen in 70% igen Alkohol entfernt. Die Fixierung kann zur Bildung von Strukturen im Gewebe führen, die in den lebenden Zellen nicht vorkommen. Solche Veränderungen werden als Fixierungsartefakte bezeichnet.

1.3 Einbettung

Zur Vorbereitung für die Einbettung wird die Gewebsprobe durch eine Alkoholreihe von zunehmender Konzentration geführt und dabei schrittweise entwässert (Dehydrierung). Nach Behandlung mit geeigneten Zwischenflüssigkeiten (intermedien), z.B. Xylol, die sowohl mit Alkohol als auch mit dem Einbettungsmedium mischbar sind und durch die der Alkohol aus dem Gewebe verdrängt wird, kann das Präparat mit einem Einbettungsmedium durchtränkt werden. Am häufigsten verwendet man dazu auf 60 °C erhitztes Paraffin. Beim Auskühlen erstarrt das Paraffin und formt zusammen mit der eingebetteten Gewebsprobe einen Präparatblock, der dann geschnitten werden kann. Eine Paraffineinbettung dauert bei einer mittelgroßen Probe etwa einen Tag. Bei anderen Verfahren, z.B. bei der Celloidineinbettung (die für bestimmte Organe, wie das Auge, besonders geeignet ist) kann der Einbettungsvorgang einen Zeitraum von mehreren Wochen in Anspruch nehmen.

Abb. 1-1 Präparative Schritte bei der Herstellung eines histologischen Präparates für die konventionelle Lichtmikroskopie.

1.4 Schneiden des Präparatblocks

Das Schneiden der eingebetteten Präparate erfolgt mit einem speziellen Instrument, dem Mikrotom (Rotationsoder Schlittenmikrotom). Damit werden z.B. aus in Paraffin eingebettetem Material 5–10 μm dicke Schnitte hergestellt und auf entfettete Glasobjektträger aufgezogen.

Nicht eingebettete Präparate können nach Schockgefrierung (z.B. in mit flüssigem Stickstoff gekühltem Isopentan) mit einem Gefriermikrotom oder mittels eines Kryostats (Mikrotom in einer Kühlkammer) geschnitten werden. Das schnelle Einfrieren verhindert die Bildung von Eiskristallen, die sonst zu Artefakten im Gewebe führen würden. Gefrierschnitte werden für bestimmte histochemische Verfahren (z.B. histochemische Lipid- oder Enzymnachweise, bei denen die Gefahr besteht, dass durch den Einbettungsvorgang die nachzuweisenden Substanzen herausgelöst werden) und als Schnellschnittmethode bei Operationen verwendet. Dabei kann noch während einer Operation entschieden werden, ob es sich bei der entnommenen Probe um gutartiges oder maligne entartetes Gewebe handelt. Das Ergebnis liegt vor, während sich der Patient noch in Narkose befindet und der Chirurg kann sofort über das weitere Vorgehen entscheiden.

Eine besonders schonende Methode ist die Gefriertrocknung. Diese Technik umfasst das Schockfrieren der Gewebsprobe und seine anschließend langsame Entwässerung bei niedriger Temperatur im Vakuum. Durch dieses Vorgehen werden nur wenige Substanzen extrahiert und die Strukturveränderungen sind gering. Da bei dieser Methode die Aktivität von Enzymen kaum verändert wird, wird sie bei enzymhistochemischen Untersuchungen eingesetzt.

1.5 Färben der Schnitte

Für lichtmikroskopische Untersuchungen folgt dem Schneiden der Präparate die Entfernung des Einbettungsmittels und das Färben der Schnitte. Die Anzahl der verschiedenen Färbeverfahren für Zellen und Gewebe ist außerordentlich groß. Eine Zusammenstellung einiger wichtiger Färbungen ist in Tabelle 1-1 vorgenommen. Durch unterschiedliche Anfärbung entstehen im Gewebe Kontraste, durch die bestimmte Strukturen besonders hervorgehoben werden. Viele Standardmethoden der Histologie verwenden dazu eine Färbung mit je einem sauren und einem basischen Farbstoff. Freie basische Gruppen des Gewebes haben eine Affinität zu sauer reagierenden Farbstoffen (Azidophilie der Struktur), während saure Gruppen im Gewebe basisch reagierende Farbstoffe binden (Basophilie). Am häufigsten wird für routinemäßige Untersuchungen die Hämatoxylin-Eosin-Färbung verwendet. Durch den basischen Farbstoff Hämatoxylin werden die Zellkerne blau, durch den sauren Farbstoff Eosin das Zytoplasma der Zellen in einem roten Farbton angefärbt.

Daneben ist es möglich, durch spezifische Farbstoffe und Techniken selektiv bestimmte Zellen und Gewebsstrukturen anzufärben. Bei bestimmten Farbstoffen färbt sich die Gewebsstruktur in einem anderen Farbton als sie der Farbstoff selbst aufweist. Eine solche Farbveränderung wird als Metachromasie bezeichnet (griechisch: meta = nach, zwischen; chroma = Farbe). Wichtige metachromatisch wirkende Farbstoffe sind die Thiazinfarbstoffe Toluidinblau und Thionin. Typisch metachromatisch verhalten sich beispielsweise die Granula der Mastzellen, die Heparin, ein stark saures sulfatiertes Glukosaminoglykan, enthalten. Die Metachromasie dürfte allgemein auf das Vorkommen von dicht benachbarten und in großer Zahl vorliegenden sauren Gruppen in den organischen Molekülen zurückzuführen sein.

1.6 Wichtige Färbeverfahren

1.6.1 Alcianblau-Färbung

Alcianblau-Färbung wird zur selektiven Färbung von sauren Glykosaminoglykanen verwendet, wie sie z.B. bei Müzinen oder in der Knorpelgrundsubstanz vorkommen. Bei pH 1,0 werden bevorzugt Karboxylgruppen enthaltende Glykosaminoglykane angefärbt, bei pH 2,5 solche, die Sulfatgruppen aufweisen. Diese Strukturen färben sich blau an. Die Zellkerne können mit Kernechtrot gegengefärbt werden. In der Kombination mit der PAS-Reaktion (Perjodsäure-Schiff-Reaktion) ist eine gleichzeitige Darstellung von sauren und neutralen Glykosaminoglykanen möglich.

Tabelle 1-1 Resultate einiger wichtiger histologischer Färbungen

1.6.2 Eisenhämatoxylin-Färbung

Diese Färbung eignet sich gut zur Darstellung von Zellkernen und wird sowohl allein als auch in Kombination mit anderen Farbstoffen (z.B.bei Trichromfärbungen) eingesetzt. Weiter färben sich die Myofibrillen, Zentrosomen und der Spindelapparat bei der Mitose an.

1.6.3 Feulgen-Reaktion

Sie dient dem spezifischen Nachweis von DNA. Durch vorangehende milde saure Hydrolyse (mit 1 n HCl) lösen sich die Purinbasen (Adenin und Guanin) von der DNA ab und freie Aldehydgruppen werden gebildet. Durch die anschließende Zugabe des Schiff-Reagenz (enthält in schwefliger Säure gelöstes Fuchsin) mit benachbarten freien Aldehydgruppen entsteht ein roter Farbstoff. Mit der Feulgen-Reaktion kann auch zwischen DNA (Rotfärbung) und RNA (keine Färbung bei der Reaktion) unterschieden werden.

1.6.4 Hämatoxylin-Eosin (HE)-Färbung

Dies ist das häufigste Standardverfahren in der Histologie und wurde auch bei den Kurspräparaten, die in diesem Buch gezeigt werden, am häufigsten verwendet. Hämatoxylin ist eine Substanz, die aus dem Blauholzbaum gewonnen wird. Um färbende Eigenschaft zu entwickeln, muss sie durch Zugabe von Alaun zu Hämalaun (basischer Hämateinlack) aufbereitet werden. Hämalaun färbt alle sauren (basophilen) Strukturen blau, insbesondere Zellkerne mit der darin enthaltenen Desoxyribonukleinsäure (DNA) und das mit Ribosomen besetzte raue endoplasmatische Retikulum (rER). Als zweiter Farbstoff wird Eosin, ein der Fluoreszeingruppe zugehöriger gelb-grüner Farbstoff, verwendet. Er färbt die basischen Anteile im Zytoplasma, aber auch die Interzellularsubstanz rot an.

1.6.5 Imprägnation mit Metallsalzen

Diese Technik wird vor allem zur Darstellung von fibrillären Strukturen (z.B. retikuläre Fasern, Neurofibrillen) herangezogen. Häufig verwendet man dazu Silbersalze (Silbernitrat, Silberkarbonat) aber auch andere Metallsalze, wie Goldchlorid oder Osmiumtetroxid. Das Gewebe wird dabei zuerst mit einem Oxidationsmittel vorbehandelt. Die anschließende Inkubation mit Metallsalzösungen führt zu feinen Niederschlägen auf der Oberfläche der Fibrillen. Durch anschließendes Einbringen in Reduktionsmittel kommt es zur Präzipitation feiner Metallsalzniederschläge und zur charakteristischen Faserdarstellung.

Häufiger angewandte Imprägnationsmethoden sind die Versilberung nach Bielschowsky zur Darstellung von Neurofibrillen, die Versilberung nach Gomori zur Darstellung von retikulären Fasern und Neurofibrillen, die Goldsublimatmethode nach Cajal und die Osmiumimprägnation zur Darstellung der Myelinscheide in markhaltigen Nervenfasern. Mit der komplizierten Bodianfärbung erscheinen die imprägnierten Neurofibrillen in tiefschwarzer Farbe.

1.6.6 Pappenheimfärbung, May-Grünwald, Giemsa- und Diff-Quickfärbung

Diese Techniken dienen der Anfärbung der Zellen in einem Blutausstrich zur Auswertung eines differenziellen Blutbildes. Die Pappenheimfärbung ist eine Kombination der May-Grünwald- und der Giemsa-Färbung. In der Regel ergibt die Pappenheim-Färbung die am besten gefärbten Blutbilder. Unter anderem werden dabei saure Farbstoffe, z.B. das Eosin, und basische Farbstoffe, z.B. das Methylenblau, verwendet. Die unterschiedliche Anfärbung der einzelnen Blutzellen beruht dabei auf dem färberischen Verhalten der verschiedenen Zellbestandteile, vor allem der Granula der Granulozyten gegenüber den Farbstoffen.

1.6.7 Diff-Quick^®

Dies ist eine Schnellfärbemethode, die sich besonders zur Beurteilung des weißen Blutbildes eignet. Für ein komplettes Differentialblutbild ist aber die Methode nach Pappenheim zu empfehlen.

1.6.8 Perjodsäure-Schiff-Reaktion (Periodic-Acid-Schiff Reaction, PAS-Reaktion)

Sie dient dem Nachweis von Glykogen und Glykoproteinen (neutrale Glykokonjugate ohne Karboxyl- und Sulfatgruppen). Durch milde Hydrolyse werden benachbarte OH-Gruppen der Zucker in Aldehydgruppen umgewandelt.

1.6.9 Resorcin-Fuchsin-Kernechtrot-Färbung nach Weigert

Mit Hilfe des in Überschuss angebotenenen, positiv geladenen Farbstoffes Resorcin-Fuchsin können elastische Fasern selektiv gefärbt werden. Durch Grenzflächen-Adsorption lagert sich der positiv geladene Farbstoff elektropolar der negativ geladenen Hüllschicht der elastischen Fasern (Elastomucin) an. Eine Darstellung der elastischen Fasern ist auch mit Orcein möglich.

1.6.10 Toluidinblau-Färbung

Damit können gut basophile Zellbestandteile und osmiophile Strukturen, wie die Myelinscheiden markhaltiger Nerven, angefärbt werden. Toluidinblau wird auch zur routinemäßigen Färbung von Semidünnschnitten aus Epon oder Metacrylat verwendet.

1.6.11 Trichrom-Färbungen

Durch die Färbung mit drei verschiedenen Farbstoffen (die dabei am häufigsten verwendeten Farbstoffe sind Eisenhämatoxylin, Säurefuchsin, Orange G, Anilinblau und Lichtgrün) lassen sich Bindegewebe und Muskulatur, die sich bei der HE-Färbung eosinophil verhalten, gut unterscheiden. Als Differenzierunsmittel dienen unter anderem Phophormolybdänsäure oder Phosphorwolframsäure. Da diese Technik aufwendiger ist als die HE-Färbung, eignet sie sich eher für die Herstellung von Unterrichtspräparaten als für die Routinediagnostik. Bei der Trichromfärbung nach Masson-Goldner werden zunächst die Zellkerne mit Eisenhämatoxylin schwarz-braun gefärbt, das Zytoplasma mit Säurefuchsin-Ponceau rot und die Kollagenfasern mit Lichtgrün türkisgrün dargestellt. Weitere Trichromfärbungen sind die van-Gieson-Färbung, bei der sich die Zellkerne schwarz, die Muskulatur gelb und das Bindegewebe rot anfärben, und die Mallory Färbung.

1.7 Einschluss der histologischen Präparate

An die Färbung schließt sich eine Entwässerung der Schnitte über eine aufsteigende Alkoholreihe an. Nach Einbringen in Xylol werden die Präparate mit einem durchsichtigen Einschlussmedium (Kanadabalsam, DePeX, Eukitt) und einem dünnen Deckglas bedeckt und dadurch für lange Zeit haltbar gemacht. Bei Gefrierschnitten werden mit Wasser mischbare Medien wie Glyzerin-Gelatine verwendet.