Virusinfektionen bei Haus- und Nutztieren

Verfasser

Prof. Dr. Mathias Ackermann
Institut für Virologie
Vetsuisse Fakultät
Universität Zürich
Winterthurerstrasse 266a
CH–8057 Zürich

Dr. Sven Bergmann
Friedrich-Loeffler-Institut
Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit
Südufer 10
D–17493 Greifswald-Insel Riems

PD Dr. Giuseppe Bertoni
Institut für Veterinär-Virologie
Vetsuisse Fakultät
Universität Bern
Länggass-Str. 122
Postfach 2735
CH–3001 Bern

Dr. Dieter Fichtner
Friedrich-Loeffler-Institut
Bundesforschungsanstalt für Tiergesundheit
Südufer 10
D–17493 Greifswald-Insel Riems

Dr. Hans-Richard Frey
ehem. Institut für Virologie
Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover
Bünteweg 17
D–30559 Hannover

Prof. Dr. Martin Groschup
Friedrich-Loeffler-Institut
Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit
Südufer 10
D–17493 Greifswald-Insel Riems

Dr. Christian Grund
Friedrich-Loeffler-Institut
Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit
Südufer 10
D–17493 Greifswald-Insel Riems

Dr. Bernd Haas
Friedrich-Loeffler-Institut
Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit
Südufer 10
D–17493 Greifswald-Insel Riems

Prof. Dr. Ludwig Haas
Institut für Virologie
Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover
Bünteweg 17
D–30559 Hannover

PD Dr. Timm Harder
Friedrich-Loeffler-Institut
Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit
Südufer 10
D–17493 Greifswald-Insel Riems

Prof. Dr. Georg Herrler
Institut für Virologie
Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover
Bünteweg 17
D–30559 Hannover

PD Dr. Reimar Johne
Bundesinstitut für Risikobewertung (BfR)
Diedersdorfer Weg 1
D–12277 Berlin

Prof. Dr. Dr. h.c. Bernd Liess
ehem. Institut für Virologie
Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover
Bünteweg 17
D–30559 Hannover

Prof. Dr. Hans Lutz
Vetsuisse Fakultät
Universität Zürich
Winterthurerstrasse 266a
CH–8057 Zürich

Prof. Dr. Thomas Mettenleiter
Friedrich-Loeffler-Institut
Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit
Südufer 10
D–17493 Greifswald-Insel Riems

Prof. Dr. Volker Moennig
Institut für Virologie
Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover
Bünteweg 17
D–30559 Hannover

Prof. Dr. Hermann Müller
Institut für Virologie
Fachbereich Veterinärmedizin
Universität Leipzig
An den Tierkliniken 29
D–04103 Leipzig

Prof. Dr. Ernst Peterhans
Institut für Veterinär-Virologie
Vetsuisse Fakultät
Universität Bern
Länggass-Str. 122
Postfach 2735
CH–3001 Bern

PD Dr. Rüdiger Raue
Pfizer Animal Health
VMR&D, Biologicals Development
Ramsgate Road, IPC 188
UK–Sandwich, Kent, CT13 9NJ

Dr. Hans-Jürgen Schlotfeldt
Postfach 4008
D–31265 Ahlten

PD Dr. Christel Schwegmann-Weßels
Institut für Virologie
Stiftung Tierärztliche Hochschule Hannover
Bünteweg 17
D–30559 Hannover

Prof. Dr. Jürgen Thiel
Institut für Virologie
Fachbereich Veterinärmedizin
Justus-Liebig-Universität
Frankfurter Straße 107
D–35392 Gießen

Prof. Dr. Uwe Truyen
Institut für Tierhygiene
und Öffentliches Veterinärwesen
Fachbereich Veterinärmedizin
Universität Leipzig
An den Tierkliniken 1
D–04103 Leipzig

Dr. Hans-Rudolf Vogt
Institut für Veterinär-Virologie
Vetsuisse Fakultät
Universität Bern
Länggass-Str. 122
Postfach 2735
CH–3001 Bern

Abkürzungsverzeichnis

Anzeigepflichtige Virusinfektionen

(laut VO vom 03. November 2004)

Affenpocken

Afrikanische Pferdepest

Afrikanische Schweinepest

Ansteckende Blutarmut der Einhufer

Ansteckende Blutarmut der Lachse

Ansteckende Schweinelähmung (Teschener Krankheit)

Aujeszkysche Krankheit

Blauzungenkrankheit

Bovine Herpesvirus-Typ-1-Infektion (alle Formen)

Bovine Virusdiarrhoe

Ebola-Virus-Infektion

Epizootische Hämorrhagie der Hirsche

Enzootische Leukose der Rinder

Geflügelpest

Infektion mit dem West-Nil-Virus bei einem Vogel oder Pferd

Infektiöse Hämatopoetische Nekrose der Salmoniden

Koi-Herpesvirus-Infektion der Karpfen

Lumpy-skin-Krankheit (Dermatitis nodularis)

Maul- und Klauenseuche

Newcastle-Krankheit

Pest der kleinen Wiederkäuer

Pferdeenzephalomyelitis (alle Formen)

Pockenseuche der Schafe und Ziegen

Rifftal-Fieber

Rinderpest

Schweinepest

Stomatitis vesicularis

Tollwut

Transmissible Spongiforme Enzephalopathie (alle Formen)

Vesikuläre Schweinekrankheit

Virale Hämorrhagische Septikämie der Salmoniden

Meldepflichtige Virusinfektionen

(laut VO vom 20. Dezember 2005)

Ansteckende Gehirn-Rückenmarksentzündung der Einhufer (Bornasche Krankheit)

Bösartiges Katarrhalfieber des Rindes (BKF)

Ecthyma contagiosum (Parapoxinfektion)

Equine Virus-Arteritis-Infektion

Euterpocken des Rindes (Parapoxinfektion)

Gumboro-Krankheit (Infektiöse Bursitis)

Infektiöse Laryngotracheitis des Geflügels (ILT)

Infektiöse Pankreasnekrose der Forellen und forellenartigen Fische (IPN)

Maedi

Mareksche Krankheit (akute Form)

Säugerpocken (Orthopoxinfektion)

Stomatitis papulosa des Rindes (Parapoxinfektion)

Transmissible Virale Gastroenteritis des Schweines (TGE)

Visna

Vogelpocken (Avipoxinfektion)

Vorwort zur 3. Auflage

Wie im Vorwort zur Zweitauflage des Kompendiums angekündigt, war in der vorliegenden 3. Auflage die fortgeschrittene Kenntnis über die einzelnen Virusinfektionen und die sie verursachenden Virusarten zu berücksichtigen. Notwendige Änderungen des Tierseuchengesetzes mussten aktualisiert werden. Ein Abschnitt war dem Geflügel zu widmen, nicht zuletzt wegen der epidemiologischen Bedeutung für den Menschen. Ansonsten sind die Disposition und das Ziel des Kompendiums unverändert geblieben: ein komprimiertes Nachschlagewerk für Tierärzte und andere Berufgruppen mit dem Bezug zum Tier. Nur die Zahl der Autoren hat sich vergrößert. Ihnen gebührt Dank für die kompetente Mitarbeit, die dem Kompendium einen unvergleichlichen Charakter verliehen hat. Dank auch erneut dem Verlag, besonders der Lektorin Dr. Oslage und ihren Mitarbeitern sowie Frau von Grumbkow für die kritische Durchsicht des Manuskripts.

In der Vorbereitungsphase zu dem Kompendium traf die Nachricht vom Tode des ehemaligen Mitherausgebers Professor Dr. Oskar-Rüger Kaaden ein, dessen aktueller Beitrag im vorliegenden Kompendium seinen letzten wissenschaftlichen Niederschlag fand. Dem Kollegen und Freunde Kaaden gilt unser Gedenken.

Hannover, März 2010
für die Herausgeber
Bernd Liess

1 Virusinfektionen der Einhufer

1.1 Ansteckende Blutarmut der Einhufer   L. Haas

Syn.: Infektiöse Anämie; equine infectious anemia (EIA); swamp fever; river bottom fever

Kurzbeschreibung

Die ansteckende Blutarmut der Einhufer kann akut oder chronisch verlaufen. Typisch ist ein intermittierendes Fieber mit Schwäche, Ödemen und Anämie. Die Infektion tritt in Deutschland nur noch sporadisch auf.

Ätiologie

Das Virus der ansteckenden Blutarmut der Einhufer (EIAV) gehört zum Genus Lentivirus, Familie Retroviridae (s. Anhang). Empfänglich sind nur Equiden. Verschiedene Feldvirusisolate weisen eine beträchtliche antigene Variabilität, vor allem in den Hüllproteinen, auf (antigenic drift).

Klinische und pathologische Leitsymptomatik

Bei der akuten Verlaufsform zeigen sich Fieber, Apathie, Schwäche, Schwitzen, Zittern, Ikterus, petechiale Blutungen (Zungenuntergrund, Konjunktiven), Thrombozytopenie, Fieber und Ödeme. Die chronische Verlaufsform ist gekennzeichnet durch Konditionsverlust, Anämie, Thrombozytopenie, Ödeme, Abmagerung trotz Futteraufnahme, rekurrierende Fieberanfälle und Krankheitsschübe, deren Intervalle sich mit der Zeit verlängern. Daneben ist ein inapparenter Verlauf beschrieben. Infizierte Tiere beherbergen das Virus lebenslang.

Allgemein haben die pathologischen Veränderungen im akuten Stadium eher degenerativen, im chronischen Stadium eher lympho-proliferativen Charakter. Bei akut verendeten Tieren werden Schwellung und Hämorrhagien in vielen Organen beobachtet. Die auffälligsten histopathologischen Befunde sind hepatische Nekrosen sowie kleine fokale Blutungen in der Milz. Chronisch infizierte Pferde weisen Hepatosplenomegalie und Lymphadenopathie auf. Mikroskopisch sieht man eine Infiltration von Lymphozyten in vielen Organen und eine lymphoide Hyperplasie in Milz (»Himbeermilz«) und Lymphknoten. In der Leber zeigt sich eine Muskatnuss-ähnliche Schnittfläche; es wird eine Proliferation der Kupfferschen Sternzellen und eine deutliche Hämosiderose beobachtet. Mitunter findet sich eine Glomerulonephritis. In den Röhrenknochen kann eine erythroide Knochenmarkshyperplasie zu sehen sein. Die manchmal vorgefundenen neurologischen Veränderungen sind durch eine Infiltration lymphoider Zellen, Gliose und granulomatöse Ependymitis gekennzeichnet.

Pathogenese

Blut von persistent infizierten Pferden ist die wichtigste Quelle für die Übertragung des EIAV. Unter natürlichen Bedingungen spielen blutsaugende Dipteren, besonders Tabaniden und Stomoxys calcitrans, eine wesentliche Rolle. Die Krankheit ist daher vor allem in Feuchtgebieten heimisch. Die EIA ist keine Arbovirus-Infektion, da sich das Virus im Arthropodenvektor nicht vermehrt. Möglich ist auch die iatrogene Übertragung durch kontaminierte Kanülen, in denen das EIAV mehrere Tage infektiös bleiben kann.

Die Zielzellen des EIAV gehören der Monozyten-Makrophagen-Linie an. Bestimmte Makrophagenpopulationen werden bevorzugt infiziert. So finden sich hohe Virus-Titer in der Leber (Kupffersche Sternzellen), der Milz und den Nieren, während in Lymphknoten, Knochenmark und Blutmonozyten nur geringe Viruskonzentrationen vorliegen.

Die Anämie, die der Infektion ihren Namen gibt, beruht im Wesentlichen auf einer Komplementvermittelten Hämolyse und einer Erythrophagozytose. Weiterhin wird über eine verminderte Erythropoese im Knochenmark, offenbar im Zusammenhang mit einem gestörten Eisenmetabolismus, berichtet.

Die akute EIA wird bei der Erstinfektion beobachtet. Aufgrund einer massiven Replikation in Makrophagen werden hohe Virus-Titer im Blut erreicht. Die »klassischen« Symptome der EIA treten im Verlauf wiederkehrender Zyklen der Erkrankung auf. Dieser chronisch-rekurrierende Verlauf wird mit dem Auftreten neuer Varianten des EIAV in Verbindung gebracht (antigenic drift), welche gegenüber den zuvor gebildeten nAk refraktär sind. Die Intervalle zwischen diesen Erkrankungszyklen sind variabel (Wochen bis Monate), der Schweregrad und die Frequenz der Erkrankungen nehmen im Allgemeinen im Laufe der Zeit ab. Daneben gibt es inapparent infizierte Tiere mit einem lebenslangen Trägerstatus. Eine deutliche Virämie ist hierbei nicht nachweisbar, jedoch ist infektiöses Virusmaterial, vermutlich zellgebunden, im Blut vorhanden.

Diagnostik

Aufgrund der genannten Symptome und epidemiologischer Daten kann eine Verdachtsdiagnose gestellt werden. Hämatologische Befunde (Anämie, erniedrigter Hämoglobingehalt, Nachweis von Sideroleukozyten, Hypergammaglobulinämie etc.) erhärten den Verdacht.

Differenzialdiagnostisch sind die Arteritisvirus-Infektion, Pferdepest, Babesiose und Leptospirose zu berücksichtigen, sowie gegebenenfalls chronische Bakterieninfektionen (Streptokokken) und Parasitosen, aber auch andere Prozesse, die mit Abmagerung, Schwäche und Ödemen einhergehen.

Direkter Infektionsnachweis

Der direkte Virusnachweis durch Anzüchtung in Zellkulturen ist aufwendig und wird routinemäßig nicht durchgeführt.

Indirekter Infektionsnachweis

Da das EIAV in den Tieren persistiert, wird in aller Regel der Ak-Nachweis herangezogen, der im positiven Falle das Tier als infiziert ausweist. Hierbei kommen ein AGPT, der sog. Coggins-Test, und gegebenenfalls ein ELISA zum Einsatz. Als Antigen wird aufgrund der antigenen Variabilität der Hüllglykoproteine das core-Protein p26 eingesetzt. EIAV-spezifische Ak-Titer bleiben relativ konstant, auch bei dem chronischen und inapparenten Verlauf der Infektion.

Prophylaxe

Eine Immunprophylaxe existiert nicht. Als Übertragungsvorbeugung sind in entsprechenden Endemiegebieten Maßnahmen zur Insektenbekämpfung (z. B. Verabreichung von Repellentien) durchzuführen. Auf eine Vermeidung der Übertragung von Blut bzw. virushaltigen Zellen ist zu achten.

Bekämpfung

Die Infektion ist anzeigepflichtig. Die Bekämpfung ist in der »Verordnung zum Schutz gegen die ansteckende Blutarmut der Einhufer« geregelt.

Literatur

CLABOUGH, D. L. (1990): Equine infectious anemia: The clinical signs, transmission, and diagnostic procedures. Vet. Med. 85: 1007–1019.

HAAS, L., WOHLSEIN, P. (2002): Ansteckende Blutarmut der Einhufer. Amtstierärztlicher Dienst und Lebensmittelkontrolle III, S. 229–232.

IBEN, B. (2006): Ansteckende Blutarmut der Einhufer. Großtierpraxis 7: 510–521.

LEROUX, C., CADORE, J.-L., MONTELARO, R.C. (2005): Equine infectious anemia virus (EIAV): what has HIV’s country cousin got to tell us? Vet. Res. 35: 285–512.

1.2 Afrikanische Pferdepest   L. Haas

Syn.: African horse sickness (AHS)

Kurzbeschreibung

Die Afrikanische Pferdepest ist eine akut bis subakut verlaufende, saisongebundene Virusinfektion. Es kommen unterschiedliche klinische Verlaufsformen vor. Die Übertragung findet durch Insekten statt. Bei Pferden und Maultieren verläuft die Krankheit mit hoher Mortalität, Esel und Zebras hingegen sind weitgehend resistent.

Die Afrikanische Pferdepest ist südlich der Sahara endemisch, mit vereinzelten Ausbrüchen außerhalb dieser Gebiete. Bei diesen spielten subklinisch erkrankte Tiere beziehungsweise infizierte Vektoren eine Rolle.

Ätiologie

Das Virus ist der Familie Reoviridae, Genus Orbivirus, zugeordnet. Es sind neun Serotypen bekannt (s. Anhang), wobei zwischen manchen Serotypen eine teilweise serologische Kreuzreaktion besteht.

Klinische und pathologische Leitsymptomatik

Die Inkubationszeit dauert zwischen vier (gelegentlich weniger) und 14 Tagen.

Es können unterschiedliche Verlaufsformen beobachtet werden. Am schwerwiegendsten ist die (per)akute pulmonale Form, gekennzeichnet durch Schweißausbrüche, Fieber und hochgradige Atemnot mit schaumigem und gelegentlich blutigem Nasenausfluss. Die Tiere sterben innerhalb von vier bis fünf Tagen (Mortalität über 95 %).

Die (sub)akute kardiale Form zeigt sich durch hohes Fieber, Ödeme, besonders im Kopfbereich (Fossa supraorbitalis) und Nacken, seltener auf Brust und Bauch, sowie durch kolikartige Schmerzen. Die Mortalität beträgt 50–70 %. Häufig ist eine akute pulmokardiale Mischform dieser beiden Manifestationsarten zu beobachten! Daneben wird bei weniger empfänglichen Tieren von einer Fieberform berichtet, die mit einer geringgradigen Erhöhung der Körpertemperatur und Abgeschlagenheit einhergeht, wobei die Tiere nach einiger Zeit gesunden (horse sickness fever). Anlässlich der Sektion fallen bei der pulmonalen Form das Lungenödem, Pleuraergüsse und petechiale Blutungen (Perikard) auf. Die kardiale Form zeigt sich in subkutanen und intramuskulären, gelatineartigen Ödemen, epi- und endokardialen Blutungen, Myokarditis, Hydroperikard und gelegentlich in hämorrhagischer Gastritis.

Pathogenese

Die Übertragung erfolgt durch biologische Vektoren, besonders Culicoides spp. (das AHS-Virus (AHSV) ist ein Arbovirus), gelegentlich mechanisch durch andere Insekten. Vermutlich vermehrt sich das Virus erst in regionalen Lymphknoten und breitet sich dann über das Blut aus. AHSV wird häufig assoziiert mit Erythrozyten vorgefunden. Infizierte Tiere weisen eine deutliche Virämie auf, die bei Zebras und Eseln – bei weniger ausgeprägter klinischer Symptomatik als bei Pferden – lange (etwa vier bis sechs Wochen) dauern kann. Das Virus vermehrt sich in lymphatischen Geweben und Endothelzellen. Endothelschäden führen zu intravaskulärer Koagulation und Ödemen. Die Virulenzeigenschaften von AHSV scheinen mit der Fähigkeit zusammenzuhängen, Endothelzellen bestimmter Organe (z. B. Lunge, Herz) zu schädigen.

Diagnostik

Der labordiagnostische Nachweis in Deutschland wird am Bundesforschungsinstitut für Tiergesundheit (Friedrich-Loeffler-Institut) auf der Insel Riems bei Greifswald, geführt.

Direkter Infektionsnachweis

Die Virusisolierung kann in der Zellkultur versucht werden (BHK-, Vero-Zellen). Die Identifizierung erfolgt mittels SNT (Serotypisierung), Sandwich-ELISA oder PCR. Alternativ kann das Virus in neugeborenen Mäusen (i. c.-Inokulation) oder in embryonierten Hühnereiern angezüchtet werden.
Zur Virusisolierung eignen sich z. B. heparinisierte oder EDTA-Blutproben, die in der akuten Fieberphase gewonnen wurden.
Von frisch toten Tieren sollten bevorzugt Lunge, Milz und Lymphknoten entnommen werden und in Glyzerinpuffer (pH 7,4) gekühlt versandt werden.

Der Antigennachweis in Milzhomogenaten und Blutproben kann mit einem indirekten Sandwich-ELISA erfolgen.

Indirekter Infektionsnachweis

Der Nachweis von gruppenspezifischen Ak ist mittels ELISA oder KBR möglich (beide eingesetzt für internationalen Handel), der von serotypspezifischen mittels NT.

Prophylaxe

Impfungen mit polyvalenten oder monovalenten Lebendimpfstoffen sind in endemischen Gebieten möglich.

Bekämpfung

In endemischen Gebieten kann durch Quarantänemaßnahmen und Vektorkontrolle (Insektizide, Repellentien etc.) versucht werden, die Übertragung zu minimieren. Pferde aus betroffenen Gebieten dürfen nicht in die EU eingeführt werden. Die Afrikanische Pferdepest ist anzeigepflichtig. Mit der Richtlinie 92 / 35 / EWG hat der Rat EU-einheitliche Maßnahmen zur Bekämpfung der Pferdepest vorgesehen. In Deutschland wurde diese Richtlinie nicht in einer Verordnung, sondern durch die »Leitlinien für Maßnahmen zur Bekämpfung der Pferdepest« vom 12. August 1993 in nationales Recht umgesetzt.

Literatur

LAEGREID, W. W. (1996): African horsesickness. In: STUDDERT, M. J. (Hrsg.), Virus infections of equines, Elsevier Science B.V., Amsterdam, S. 101–103.

MELLOR, P.S., HAMBLIN, C. (2004): African horse sickness. Vet. Res. 35: 445–466.

1.3 West-Nil-Fieber und andere Pferdeenzephalomyelitiden   V. Moennig, O.-R. Kaaden

Kurzbeschreibung

Die Bezeichnung Pferdeenzephalomyelitiden umfasst eine Gruppe von Virusinfektionen, hervorgerufen durch Vertreter der Virusfamilien Togaviridae (western- (WEE), eastern- (EEE) und Venezuelan encephalitis (VEE)) und Flaviviridae (z. B. Japanische Enzephalitis (JE) und West-Nil-(WN-)Fieber). Es handelt sich um Arboviren (arthropode-borne-viruses), die unterschiedliche Verbreitungsgebiete haben. WEE, EEE und VEE kommen in Nord-, Mittel-, und Südamerika vor, während JE auf tropische Teile Asiens und den Norden Australiens beschränkt ist. In den Endemiegebieten sind Vögel und kleine Nager Reservoire für die Arboviren. Die Virusübertragung erfolgt durch Stechmücken verschiedener Genera beim Saugakt. Viele Arboviren haben ein breites Wirtsspektrum und zoonotisches Potenzial. Sie können in den Mücken auch bei winterlichen Temperaturen persistieren und können in den abgelegten, infizierten Eiern überwintern. Saisonale Häufungen der Infektionen korrespondieren mit der Dichte der Mückenpopulation, z. B. im Frühsommer und im frühen Herbst. In feuchten, sumpfigen, subtropischen bis tropischen Regionen der Neuen Welt sind Arbovirusinfektionen endemisch. Das WN-Virus (WNV) hat sich in den letzten Jahrzehnten von Afrika und dem Nahen Osten aus auf südeuropäische Länder (z. B. Südfrankreich, Italien, Ungarn und Rumänien) ausgedehnt und wurde 1999 in die Neue Welt eingeschleppt, wo es sich mit großer Geschwindigkeit ausgebreitet hat. Die Weiterverbreitung in Europa kann angesichts der Klimaveränderung nicht ausgeschlossen werden.

Ätiologie

Die Erreger der Pferdeenzephalomyelitiden gehören den Familien Flavi- und Togaviridae an (s. Anhang).

Klinische und pathologische Leitsymptome

Bei Pferden beträgt die Inkubationszeit etwa eine Woche. Viele Infektionen verlaufen symptomlos. Wenn es zur Erkrankung kommt, ist sie durch Fieber oder später auch Untertemperatur, Lethargie und Bewegungsstörungen bis hin zu Lähmungen gekennzeichnet. Von den schwerer erkrankten Tieren können bis zu 30 % sterben. Rekonvaleszente Pferde können neurologische Dauerschäden behalten. Pathologisch ist eine hochgradige Enzephalomyelitis mit perivaskulären Infiltraten, unterschiedlich starker Nekrose und Untergang von Neuronen feststellbar. Die tiefe graue Substanz, der Hirnstamm und das obere Rückenmark sind am stärksten betroffen.

Pathogenese

Nach der Blutmahlzeit infizierter Stechmücken gelangt das Virus über die Lymphe zum regionären Lymphknoten. Es verursacht eine biphasische Infektion mit primärer und sekundärer Virämie. Die Vermehrung findet in den neutrophilen Granulozyten und Makrophagen statt. Mit der Virämie kommt es zur Virusvermehrung in anderen Organen, u. a. auch im ZNS. Wenn neurologische Erscheinungen auftreten, entwickeln sich diese in weniger als einer Woche nach der Infektion. Im Pferd hat das WNV einen ausgesprochenen Neurotropismus. Die Veränderungen entsprechen dem Bild einer Polioenzephalomyelitis mit perivaskulären Infiltraten und auch perivaskulären Hämorrhagien.

Diagnostik

Labordiagnostische Untersuchungen werden nur in autorisierten Laboratorien im In- oder Ausland durchgeführt. Für Deutschland ist das Friedrich-Loeffler-Institut zuständig.

Direkter Infektionsnachweis

Der direkte Infektionsnachweis durch Isolierung aus Zellkulturen (z. B. primäre Hühnerembryo-fibroblasten) ist in frühen Phasen der Infektion möglich. Die RT-PCR zum Nachweis viralen Genoms bietet insgesamt eine höhere Sensitivität.

Indirekter Infektionsnachweis

Infektionsspezifische Ak können durch ELISA sowie HAH und NT nachgewiesen werden. Allerdings können kreuzreagierende Ak gegen andere Flaviviren stören und sind deshalb bei Importuntersuchungen zu berücksichtigen. Gepaarte Serumproben spielen bei Infektionsverdacht eine Rolle.

Prophylaxe

In den USA sind mehrere für Pferde zugelassene, inaktivierte und attenuierte Impfstoffe und eine Vektorvakzine auf dem Markt. In Deutschland ist ein inaktivierter Impfstoff zugelassen.

Bekämpfung

Die Infektion ist anzeigepflichtig. Wie bei anderen Arbovirusinfektionen kann eine Bekämpfung auf zwei Ebenen erfolgen:

Der Vektor kann durch Insektizide (inkl. Larvizide) und Trockenlegen möglichst vieler seiner Brutstätten in der Nähe der Tiere, wie Pfützen, kleine Tümpel oder andere stehende Gewässer, bekämpft werden.

Die empfänglichen Tiere können durch Einsprühen mit Repellents geschützt werden und sollten während der Hauptflugzeiten der Vektoren (Morgen- und Abenddämmerung) aufgestallt werden.

Literatur

CALISHER, C. H. (1994): Medically important arboviruses in the United States and Canada. Clin. Microbiol. Rev. 7: 89–116.

HAYES, E. B., SEJVAR, J. J., ZAKI, S. R., LANCIOTTI, R. S., BODE, A. V., CAMPBELL, G. L. (2005): Virology, pathology, and clinical manifestations of West Nile virus disease. Emerg. Infect. Dis. 11: 1174–1179.

1.4 Stomatitis vesicularis   L. Haas, O.-R. Kaaden

Syn.: Bläschenartige Mundschleimhautentzündung; Vesikuläre Stomatitis; sore mouth of cattle and horse

Kurzbeschreibung

Die vesikuläre Stomatitis (VS) ist eine hochkontagiöse, fieberhafte Erkrankung, die vorwiegend bei Pferden, Rindern und Maultieren, seltener bei Schweinen auftritt. Schaf und Ziege gelten als resistent. Die VS kommt im Südwesten der USA, in Zentral- und im nördlichen Südamerika vor. Die klinischen Erscheinungen bei den Klauentieren ähneln denen der Maul- und Klauenseuche. Die Übertragung erfolgt direkt oder über Vektoren (Arthropoden). Das Virus kann beim Menschen eine Influenza-ähnliche Erkrankung hervorrufen.

Ätiologie

Das VS-Virus (VSV) gehört zur Familie Rhabdoviridae, Genus Vesiculovirus (s. Anhang). Das VSV ist antigen nicht einheitlich. Es existieren mehrere Serotypen, von denen die Serotypen Indiana und New Jersey die bekanntesten sind (s. Anhang).

Klinische und pathologische Leitsymptomatik

Beim Pferd zeigen sich nach einer kurzen Inkubationsperiode im Bereich von Lippen, Zahnfleisch, Gaumen und Zungenoberfläche weißliche Flecken, die sich schnell zu Vesikeln entwickeln. Die Pferde sind abgeschlagen, febril und zeigen Salivation. Vesikel können auch am Kronsaum der Hufe, seltener an anderen Stellen (wie Genitalien, Unterbauch, Ohren) auftreten. Die Vesikel platzen schnell und hinterlassen Erosionen. Solange keine sekundären bakteriellen Infektionen hinzutreten, heilen die Läsionen ab.

Die pathologischen Veränderungen sind auf das Epithel der klinisch wahrzunehmenden Lokalisationen begrenzt.

Pathogenese

Nach einer Infektion der Mukosa des oberen Verdauungstraktes kommt es zur Bildung von Vesikeln, die zum Teil konfluieren. Betroffen sind vor allem das Epithel der Maulschleimhaut, der Genitalregion und des Kronsaumes an den Hufen.

Diagnostik

Direkter Infektionsnachweis

Am lebenden Tier

Der Virusnachweis kann durch Anzüchtung in einer Zellkultur und nachfolgende Identifikation (SNT oder IF) des in zahlreichen Mammalia-Zellkulturen zytopathogenen Agens erfolgen. Als Probenmaterial eignen sich Bläscheninhalt oder Schleimhaut.

Am toten Tier

Der direkte Infektionsnachweis erfolgt wie am lebenden Tier.

Indirekter Infektionsnachweis

Ein indirekter Nachweis für epidemiologische Erhebungen oder Exportuntersuchungen kann durch VNT mit dem Serum infizierter oder rekonvaleszenter Tiere etwa 14 Tage p. i., sowie mittels ELISA und KBR erfolgen.

Prophylaxe

Eine prophylaktische Impfung ist zwar prinzipiell möglich, sie ist aber aus epidemiologischen Gründen verboten. Europa ist seit vielen Jahrzehnten frei von VS.

Bekämpfung

VS ist in allen EU-Mitgliedsstaaten eine anzeigepflichtige Tierseuche. Im Falle ihres Auftretens würde durch Keulung eine Sanierung des Bestandes vorgenommen werden.

Literatur

HOWERTH, E. W., MEAD, D. G., MUELLER, P. O., DUNCAN, L., MURPHY, M. D., STALLKNECHT, D. E. (2006): Experimental vesicular stomatitis virus infection in horses: Effect of route of inoculation and virus serotype. Vet. Pathol. 43: 943–955.

LETCHWORTH, G. J., RODRIGUEZ, L. L., DEL C. BARRERA, J. (1999): Vesicular stomatitis. Vet. J. 157: 239–260.

1.5 Ansteckende Gehirn-Rückenmarkentzündung der Einhufer (Bornasche Krankheit)   V. Moennig, O.-R. Kaaden

Syn.: meningoencephalomyelitis enzootica equorum; Borna disease; seuchenhafte Gehirn-Rückenmark-Entzündung der Pferde

Kurzbeschreibung

Die Bornasche Krankheit (BK) ist eine virusbedingte, non-purulente Meningoenzephalomyelitis mit meist letalem Ausgang. Es kommen auch subklinische Infektionen vor. Die Bezeichnung der Krankheit erfolgte nach der Stadt Borna bei Leipzig.

Die BK befällt hauptsächlich Pferde und Schafe, aber auch Katzen, Rinder, Ziegen, Hauskaninchen sowie Straußenvögel. Experimentell lassen sich nahezu alle Säugetiere, einschließlich Primaten, infizieren. Seit einigen Jahren ist auch in Deutschland eine als staggering disease benannte Krankheit bei Katzen bekannt, die als feline Form der BK angesehen wird. Klinische Erkrankungen schienen früher auf den süddeutschen Raum beschränkt zu sein. Seropositive Tiere sind dagegen geografisch weit verbreitet.

Der mögliche zoonotische Charakter der Bornaschen Krankheit ist umstritten. Mögliche Infektionswege sind ebenfalls noch unklar.

Ätiologie

Das Virus der BK ist als einzige Spezies in der Familie Bornaviridae klassifiziert (s. Anhang). Antigenetisch ist der Erreger einheitlich, bezüglich der Virulenz bestehen jedoch zwischen den einzelnen Virusstämmen erhebliche Unterschiede.

Klinische und pathologische Leitsymptomatik

Die Inkubationszeit nach natürlicher Infektion des Pferdes ist sehr variabel und beträgt Wochen bis Monate. Der Beginn der Erkrankung ist durch Störungen des Allgemeinbefindens, Veränderung des Verhaltens sowie durch Gastroenteritis und Entzündung des oberen Respirationstraktes gekennzeichnet. Nach diesen unspezifischen Anzeichen kommt es zum Auftreten enzephalitischer, myelitischer und meningitischer Symptome, die jedoch sehr unterschiedlich verlaufen. Die häufigsten Symptome sind Erregungs- und Depressionszustände, leichte Bewusstseinsstörungen, unvermitteltes Zusammenbrechen, spastische Kontraktionen der Muskulatur, Speichelfluss, Nystagmus und Paresen. Als Ausdruck der motorischen Störungen nehmen die Tiere abnorme Stellungen ein, wobei die Beine weit vor- oder rückwärts gestellt oder gekreuzt sind. Zwangsbewegungen (Kreis- oder Zeigerbewegungen), Krämpfe und plötzliches Zusammenbrechen variieren das klinische Bild. Gegen Ende der Erkrankung stellen sich Lähmungen ein. Ganz besonders sind die Innervationsgebiete der Nn. optici, N. trigeminus, N. facialis, N. glossopharyngeus, N. vagus und N. hypoglossus ein- oder beidseitig betroffen, wodurch die Lippen-, Ohren- und Zungenmuskulatur gelähmt wird und die Futteraufnahme sowie das Kauen und Schlucken gestört sind. Im Durchschnitt dauert die Krankheit 10–14 Tage; die Letalität beträgt 80–90 %.

Beim Schaf wird die Inkubationszeit nach experimenteller Infektion mit sechs bis sieben Wochen angegeben. Der Krankheitsbeginn äußert sich häufig in verändertem Verhalten. Das klinische Kardinalsymptom der BK beim Schaf ist ein wiederholtes, plötzliches Zusammenbrechen der Tiere während der Bewegung oder im Stand. Die Tiere liegen dann minutenlang regungslos da. Plötzlich stehen sie wieder auf, sind verhältnismäßig munter und beginnen zu fressen. Dies kann sich mehrfach täglich wiederholen.
Ähnlich, im ganzen aber milder, verlaufen die bei Ziegen beobachteten Borna-Symptome, während bei den wenigen beschriebenen Fällen beim Rind uncharakteristische Krankheitsbilder auftraten.

Pathogenese

Die Pathogenese der Erkrankung ist noch nicht vollständig geklärt. Vor allem wird kontrovers diskutiert, ob die klinischen Symptome das Ergebnis der Virusinfektion oder aber einer immunpathologischen Reaktion sind. Beim Pferd wird das Virus mit dem Nasenschleim und Speichel sowie über Harn und Milch ausgeschieden. Die Virusaufnahme erfolgt vor allem nasal, danach erreicht der Erreger über die olfaktorischen Nervenbahnen das ZNS. Dort werden Neuronen, aber auch Astrozyten, Oligodendrozyten sowie Epithelzellen des Plexus chorioideus infiziert. Bei der akuten Infektion bestimmt die Schwere der sich ausbildenden Entzündung mit Infiltration mononukleärer Zellen das Krankheitsbild.

Diagnostik

Am lebenden Tier

Das klinische Bild der BK ist derart variabel, dass eine klinische Diagnose nicht möglich ist. Bisher stand nur der indirekte Nachweis von Ak zur Verfügung, der aber wegen des häufigen Auftretens subklinischer Infektionen wenig aussagekräftig war. Besser geeignet ist der Ak-Nachweis in der Zerebrospinalflüssigkeit.

Am toten Tier

Hier stützt sich die Diagnose auf den Nachweis der Joest-Degenschen intranukleären Einschlusskörperchen, die jedoch fehlen können. Gesichert wird die Diagnose durch den Erreger- bzw. Antigennachweis mittels PCR oder IF an Gehirn-Abklatschpräparaten.

Prophylaxe

Der Lebendimpfstoff, der von Zwick über Passagen im Kaninchengehirn entwickelt worden war, ist nicht völlig apathogen und ist deshalb seit Jahren nicht mehr zugelassen. Daher stehen für die Prophylaxe hygienische Maßnahmen im Vordergrund, vor allem (falls möglich) Reglementierung von Dauerausscheidern sowie das Vermeiden des Kontaktes zu Rindern und v. a. Schafen.

Bekämpfung

Die BK ist meldepflichtig. Bei Ausbruch der Krankheit müssen die kranken und verdächtigen Tiere sofort von den gesunden getrennt werden. Die Stallungen sind vor einer Neubelegung gründlich mit Chloramin, Chlorkalk, Formalin oder handelsüblichen Präparaten mit vergleichbarer Wirkung zu desinfizieren. Gestorbene Tiere sind unschädlich zu beseitigen.

Literatur

CUBITT, C., OLDSTONE, C. H., DE LA TORRE, C. J. (1994): Sequence and genomic organization of Borna disease virus. J. Virol. 68: 1382–1396.

DÜRRWALD, R., KOLODZIEJEK, J., MULUNEH, A., HERZOG, S., NOWOTNY, N. (2006): Epidemiological pattern of classical Borna disease and regional genetic clustering of Borna disease viruses point towards the existence of to-date unknown endemic reservoir host populations. Microbes and Infection 8: 917–929.

GOSZTONYI, G., DIETZSCHOLD, B., KAO, M., RUPPRECHT, C. E., LUDWIG, H., KOPROWSKI, H. (1993): Rabies and Borna disease. A comparative pathogenetic study of two neurovirulent agents. Lab. Invest. 68: 285–295.

1.6 Equine Virus-Arteritis-Infektion (EVA)   L. Haas, O.-R. Kaaden

Syn.: Pferdestaupe; Rotlaufseuche; equine viral arteritis; pink eye; epizootic cellulitis

Kurzbeschreibung

Die EVA ist eine zyklisch verlaufende Allgemeinerkrankung, die mit Nekrosen der Tunica media kleinerer und mittlerer Arterien einhergeht. Das equine Arteritis-Virus (EAV) besitzt ein abortogenes Potenzial.

Ätiologie

Das EAV gehört zum Genus Arterivirus innerhalb der Familie Arteriviridae, Ordnung Nidovirales (s. Anhang). Der natürliche Wirt ist das Pferd; Esel sind möglicherweise für eine Infektion mit dem EAV weniger empfänglich. Serologisch verhält sich das Virus zwar einheitlich, es ist jedoch genetisch recht variabel und es können erhebliche Virulenzunterschiede beobachtet werden.

Klinische und pathologische Leitsymptome

Eine Infektion mit dem EAV verläuft in den meisten Fällen subklinisch.

Treten Symptome auf, sind sie sehr variabel. Es kommt nach drei bis zehn Tagen zu einem Temperaturanstieg (bis zu 41° C), Leukopenie, Anorexie und Abgeschlagenheit. Charakteristisch sind Ödeme, die besonders im Kopfbereich und an den Gliedmaßen, seltener an Unterbauch, Euter oder Präputium zu finden sind. Konjunktivitis und Chemosis (pink eye) mit ikterischer Verfärbung der Konjunktiven, Tränenfluss und Lichtscheue gehören zum typischen klinischen Bild der EVA. An Schleimhäuten können petechiale Blutungen zu sehen sein.

Eine Beteiligung des Respirationstraktes äußert sich in Pharyngitis, Laryngitis mit Husten, Rhinitis, Dyspnoe und Nasenausfluss. Gelegentlich treten Obstipationen und Koliken auf, die im weiteren Krankheitsverlauf mit Durchfällen einhergehen. Einige Tiere zeigen Hautausschläge (Urtikaria). Bei tragenden Stuten kann es zu Aborten (ab etwa dem dritten bis über den zehnten Trächtigkeitsmonat) kommen, die in die späte Fieberoder frühe Rekonvaleszenzphase fallen. Werden Fohlen im späten Trächtigkeitsstadium oder kurz nach der Geburt infiziert, können sich schwere, bisweilen letale Pneumonien entwickeln, mitunter tritt auch noch Durchfall auf (»Pneumoenteritis«).

Pathologisch-anatomisch bestimmen Ödeme und Hämorrhagien der Subkutis, Lymphknoten und Eingeweide mit teilweise erheblichen Flüssigkeitsansammlungen in den serösen Höhlen das Bild. Pferde, die nach einem Abort untersucht wurden, zeigten eine Myometritis. Medianekrosen besonders kleiner und mittlerer Arterien (Arteriitis) sind typische histologische Befunde.

Pathogenese

Nach intranasaler Infektion vermehrt sich das Virus zunächst in Lungenmakrophagen und gelangt innerhalb von zwei Tagen in die regionären Lymphknoten. Von dort aus wird es über den Körper verteilt. Etwa vier Tage p. i. kann das Virus im gesamten lymphoretikulären Gewebe nachgewiesen werden, von wo aus es auch die Endothel-und Mediazellen infiziert. Da kleinere und mittlere Arterien nur eine relativ dünne Wand besitzen, können deren Schädigungen zu erheblichen Flüssigkeitsverlusten führen. Bei trächtigen Stuten kann es aufgrund einer Myometritis zur verminderten Blutversorgung des Fetus mit folgendem Abort kommen. Jedoch scheint die direkte Infektion des Fetus wichtiger zu sein als Störungen der Plazentarschranke.

Das Virus wird während der Fieberphase mit Augen- und Nasensekret, Speichel, Urin, Kot und dem Sperma ausgeschieden. In abortierten Feten und in den Nachgeburtshäuten kann es ebenfalls nachgewiesen werden. Neben der Verbreitung durch Aufnahme von virushaltigen Sekreten und Exkreten, insbesondere respiratorischen Sekreten, kommt der Verbreitung über den Deckakt, beziehungsweise infiziertes Sperma im Rahmen der künstlichen Besamung, eine weitere wichtige Rolle zu. Ein relativ hoher Prozentsatz (ein bis zwei Drittel) infizierter Hengste kann das Virus unter Umständen jahrelang, permanent oder intermittierend, mit dem Sperma übertragen. Das Virus persistiert im Samenleiter und in den akzessorischen Geschlechtsdrüsen. Bei Wallachen, Stuten und Fohlen konnte bisher keine Persistenz nachgewiesen werden. Die Seroprävalenz bei Pferden in Deutschland liegt zwischen 20–40 %.

Diagnostik

Direkter Infektionsnachweis

Der direkte Erregernachweis ist nach Anzüchtung geeigneter Proben in empfänglichen Zellkulturen (z. B. RK13-Zellen) möglich. Spermaproben zum Nachweis von akut infizierten Hengsten oder Dauerausscheidern müssen aufgrund ihrer Zytotoxizität vorbehandelt werden. Der Nachweis des EAV ist auch mit der RT-PCR möglich.

Am lebenden Tier

Am lebenden Tier kann aufgrund klinischer Symptome nur die Verdachtsdiagnose EVA gestellt werden. Der direkte Virusnachweis gelingt während der Fieberphase aus Nasensekret, Trachealspülflüssigkeit, EDTA-Blut, Sperma, Vaginaltupfer und bedingt aus dem Urin. Dauerausscheider werden durch die wiederholte Untersuchung von Spermaproben identifiziert.

Am toten Tier

Ödeme und Hämorrhagien sowie vermehrte Flüssigkeitsansammlung in den serösen Höhlen deuten auf eine EVA hin. Zur Sicherung der Diagnose kann eine Virusisolierung aus Blut, Lymphknoten, Milz und Lunge versucht werden. Beim Abort ist die Plazenta mit in die Untersuchungen einzubeziehen.

Indirekter Infektionsnachweis

Eine Infektion mit dem EAV lässt sich auch indirekt über einen mindestens vierfachen Ak-Anstieg eines Serumproben-Paares im Abstand von etwa drei Wochen nachweisen (Akutphasen- und Rekonvaleszentenserum).

Zum Nachweis von Ak gegen das EAV wird der VNT angewendet. VNT-Titer ≥ 4 gelten entsprechend den internationalen Konventionen als positiv.

Prophylaxe

Es steht eine inaktivierte Vakzine zur Verfügung. Die Impfung ist unschädlich, schützt vor einer Erkrankung, verhindert aber nicht eine Infektion mit kurz andauernder Virämie und Virusausscheidung. Die Etablierung einer persistierenden Feldvirusinfektion beim Hengst ist nicht auszuschließen. Weiterhin ist eine serologische Differenzierung der Impflinge von natürlich infizierten Pferden nicht möglich.

Beim Zukauf von seropositiven Hengsten ist eine Virusausscheidung mit dem Sperma durch mindestens zweimalige Untersuchung auszuschließen.

Bekämpfung

Die EVA ist eine meldepflichtige Krankheit. Eine kausale Bekämpfung ist nicht möglich. Es kann eine symptomatische Therapie eingeleitet werden, die sich nach dem jeweiligen Krankheitsbild richtet (nichtsteroidale Antiphlogistika, Antibiotika, Diuretika etc.).

Literatur

BELL, S., BALUSURIYA, U. B. R., MACLACHLAN, N. J. (2006): Equine viral arteritis. Clin. Tech. Equine Pract. 5: 233–238.

DEL PIERO, F. (2000): Equine Viral Arteritis. Vet. Pathol. 37: 287–296.

HOLYOAK, G. R., BALASURIYA, U. B. R., BROADUSS, C. C., TIMONEY, P. J. (2008): Equine viral arteritis: Current status and prevention. Theriogenology 70: 403–414.

1.7 Equine Influenza   U. Truyen

Syn.: Hoppegartener Pferdehusten; Pferdeinfluenza; Pferdegrippe

Kurzbeschreibung

Equine Influenza-A-Viren sind die Ursache für akute respiratorische Erkrankungen des Pferdes. Nach ihrer antigenen Struktur (s. a. Porzines Influenzavirus, Schweineinfluenza) sind zwei Subtypen zu unterscheiden, repräsentiert durch die Referenzstämme Influenza A / equi /1 /Prag / 56 (H7N7) und Influenza A / equi / 2 / Miami / 63 (H3N8). Diese beiden Typen wurden ursprünglich in der ehemaligen Tschechoslowakei (A / equi / 1) beziehungsweise in den USA (A / equi / 2) isoliert, sind jedoch praktisch weltweit verbreitet. Obwohl beide Typen in den Pferdepopulationen vorkamen, wurden seit 1977 fast ausschließlich A / equi / 2-Viren (H3N8) isoliert. Das H7N7-Virus ist antigenetisch stabil, dagegen zeigen die H3N8-Viren eine stetige antigene Variation (antigenic drift). Seit etwa 1984 haben sich diese Viren in eine »amerikanische« und eine »europäische« Linie aufgespalten, die sich auch serologisch differenzieren lassen. 1989 wurde ein neues H3N8-Virus in China isoliert, das nicht durch reassortment zwischen den damals zirkulierenden equinen H3N8-Viren entstanden ist, sondern alle Gensegmente eines von Enten isolierten Influenzavirus aufweist. Diese Linie ist jedoch mittlerweile erloschen. Eine Übertragung equiner Influenzaviren auf den Menschen ist bisher nicht bekannt geworden, jedoch werden seit 2005 zunehmend Infektionen von Rennhunden mit A / equi / 2 in den USA beschrieben.

Ätiologie

Das equine Influenzavirus ist klassifiziert in dem Genus Influenza-A-Virus der Familie Orthomyxoviridae (s. Anhang).

Klinische und pathologische Leitsymptomatik

Die Infektion führt nach ein- bis dreitägiger Inkubation zu akuten respiratorischen Symptomen, insbesondere trockenem Husten, und zu hohem Fieber (bis 42 °C für etwa drei Tage). Die Erkrankung breitet sich schnell in betroffenen Ställen aus. Abhängig von der Schwere des Krankheitsbildes und des Managements im Stall gesunden die Pferde innerhalb von ein bis zwei Wochen. Verschleppte Fälle können bei Komplikationen durch bakterielle Infektionen jedoch Monate bis zur vollständigen Ausheilung benötigen. Das Ruhigstellen der Pferde während der akuten Phase ist entscheidend für den Verlauf der Infektion (ablesbar an der Körpertemperatur).
Der Verlauf der H3N8-Influenza soll mit schwereren Symptomen einhergehen als die H7N7-Infektion. Er wird beherrscht von interstitieller Pneumonie mit Ödembildung und katarrhalischer Pleuritis, Bronchitis und Laryngitis.

Pathogenese

Nach Tröpfchenübertragung vermehrt sich das Virus in den Epithelien des Respirationstraktes. Virämien sind nicht zu erwarten. Intramuskulär verabreichtes Virus führte nicht zu Krankheitserscheinungen, dies ist ein Hinweis auf den lokalen Charakter mit kanalikulärer Ausbreitung der Infektion bis in die Tiefe des Atmungsapparates.

Diagnostik

Krankheitserscheinungen und hohe Kontagiosität in einem Pferdebestand erlauben gewöhnlich eine klinische Verdachtsdiagnose. Die Diagnose wird durch den Infektionsnachweis gesichert.

Direkter Infektionsnachweis

Am lebenden Tier

Eine schlüssige Diagnose wird durch den Virusnachweis ermöglicht. Die Virusisolierung kann früh während der akuten Phase aus Nasentupfern oder Spülproben (Nasennebenhöhlen) versucht werden. Ein Tupfer sollte in sterilem Virus-Transportmedium gekühlt aufbewahrt und umgehend (innerhalb von 48 Stunden) in das Untersuchungslabor gebracht werden. Vorübergehendes Einfrieren der Probe bei –20 °C führt zur beschleunigten Zerstörung des Virus und möglicherweise zu falsch-negativen Befunden. Das Aufbewahren der Probe bei tieferen Temperaturen (auf Trockeneis oder in flüssigem Stickstoff ohne zwischenzeitliches Auftauen) ist dagegen ratsam, wenn längere Transportzeiten überbrückt werden müssen.

Versuche der Virusisolierung erfolgen gewöhnlich im embryonierten Hühnerei oder in Zellkulturen. Nach Virusanzüchtung werden die viralen Hämagglutinine serologisch spezifiziert (HAH). Diverse validierte PCR-Applikationen erhöhen die diagnostische Sicherheit beträchtlich und führen weiterhin zu einer beschleunigten Befundstellung.

Am toten Tier

Tupfer- oder Schleimhautproben aus dem Respirationstrakt sollten gesichert werden, wenn der äußerst seltene Fall eines Virusnachweises zur Klärung der Todesursache (z. B. bei forensischen Fällen) eintritt.

Indirekter Infektionsnachweis

Die Untersuchung von Serumpaaren ermöglicht die retrospektive serologische Feststellung der Infektion. Die erste Blutprobenentnahme zur Serumgewinnung erfolgt zum Zeitpunkt der akuten Erkrankung, die zweite etwa vier Wochen später. Ein wenigstens vierfacher Titeranstieg im HAH oder NT wird als signifikant für eine Infektion angesehen.

Prophylaxe

Inaktivierte Impfstoffe sind in Kombination mit Herpesvirusantigenen oder Tetanustoxoid kommerziell verfügbar. Diese Vakzinen enthalten meistens mehrere prävalente Stämme (in jedem Fall Vertreter der Subtypen H7N7 und H3N8), um der biotypischen Antigenvariation des Influenzavirus Rechnung zu tragen. Ein neuartiger Vektorimpfstoff beruht auf einer Rekombination des Influenzahämagglutinins mit einem Kanarienpockenvirus.

Ein Impfschema sollte den Empfehlungen des Herstellers folgen. Bei der Verwendung inaktivierter Vakzinen ist auf eine Boosterinjektion vier Wochen nach der Grundimmunisierung unbedingt zu achten. Eine regelmäßige Reimmunisierung der Tiere wenigstens zweimal im Jahr (Januar und Juli) ist erforderlich, bei Jungtieren häufiger (alle drei Monate).

Ein hoher Spiegel an maternalen Ak verhindert bei Fohlen eine im frühen Lebensalter gravierend verlaufende Infektion, die nicht selten zu permanenten Folgeschäden führt.

Bekämpfung

Die Übertragung zwischen Pferden erfolgt durch direkten Kontakt, auf dem Luftwege oder über viruskontaminiertes Geschirr oder Tränken. Die schnelle Verbreitung über große Entfernungen wird durch den Transport von Pferden zu Rennplätzen, Turnieren oder zur Zucht erleichtert. Die Bekämpfung muss darauf gerichtet sein, den Kontakt empfänglicher, nicht regelmäßig geimpfter Pferde mit infizierten Tieren zu verhindern. Konsequente Immunprophylaxe und geeignete Management-Maßnahmen sind unerlässlich. Die Deutsche Reiterliche Vereinigung (FN) schreibt für die Teilnahme an Pferdeschauen und Pferdeleistungsschauen für Pferde und Ponys die Impfung gegen die equine Influenza verbindlich vor. Entscheidend ist die Isolierung und stressfreie Aufstallung erkrankter Pferde, um einerseits die Heilung zu beschleunigen (und damit die Zeit der Virusausscheidung zu verkürzen) und andererseits die Infektion anderer Pferde zu verhindern. Das Virus ist in der Umwelt wenig stabil und leicht zu desinfizieren. Durch lipidlösende Substanzen oder bei niedrigen pH-Bedingungen (pH 3) wird es inaktiviert. Temperaturen von 56° C über 30 Minuten inaktivieren es zügig.

Literatur

CRAWFORD, P. C., DUBOVI, E. J., CASTLEMAN, W. L., STEPHENSON, I., GIBBS, E. P., CHEN, L., SMITH, C., HILL, R. C., FERRO, P., POMPEY, J., BRIGHT, R. A., MEDINA, M. J., JOHNSON, C. M., OLSEN, C. W., COX, N. J., KLIMOV, A. I., KATZ, J. M., DONIS, R. O. (2005): Transmission of equine influenza virus to dogs. Science 310: 482–485.

DALY, J. M., NEWTON, J. R., MUMFORD, J. A. (2004): Current perspectives on control of equine influenza. Vet. Res. 35: 411–423.

LANGE, W. (2002): Pferdeinfluenza. Virologie, Epidemiologie, Klinik, Therapie und Prophylaxe. Parey-Verlag Berlin.

WEBSTER, R. G., BEAN, W. J., GORMAN, O. T., CHAMBERS, T. M., KAWAOKA, Y. (1992): Evolution and ecology of influenza A viruses. Microbiol. Rev. 56: 152–179.

1.8 EHV-1- und EHV-4-Infektionen   L. Haas, H.-R. Frey

Syn.: Stutenabort; Rhinopneumonitis

Kurzbeschreibung

Das equide Herpesvirus Typ 1 (EHV-1) verursacht respiratorische Erscheinungen, den Virusabort der Stuten und neurologische Ausfälle, das equide Herpesvirus Typ 4 (EHV-4) vorwiegend die sog. Rhinopneumonitis. In Einzelfällen wurde EHV-1 bei anderen Spezies, wie Rindern, nachgewiesen. EHV-1 und EHV-4 sind in der Pferdepopulation weit verbreitet.

Ätiologie

EHV-1 und EHV-4 sind dem Genus Varicellovirus der Subfamilie Alphaherpesvirinae in der Familie Herpesviridae zugeordnet (s. Anhang).

Klinische und pathologische Leitsymptomatik

Infektionen mit dem EHV-1 oder EHV-4 können nach einer Inkubationszeit von 3–10 Tagen zu einer meist milden respiratorischen Erkrankung führen, die sich in Fieber, Abgeschlagenheit, Nasenausfluss und gelegentlich Husten äußert. Bei jungen Pferden kann sich eine schwerere Verlaufsform mit bakteriellen Sekundärinfektionen entwickeln.

Nach Infektion mit EHV-1, selten EHV-4, kann es bei tragenden Stuten nach einer variablen Inkubationszeit von einem bis vier Monaten ab etwa dem siebten Trächtigkeitsmonat zu meist spontanen Aborten kommen (Spätaborte). Auch die Geburt lebensschwacher Fohlen kann durch EHV-1-Infektionen nahe am Geburtszeitpunkt begründet sein. In den vergrößerten Lebern abortierter Feten und lebensschwacher Neugeborener sind kleine graugelbe, nekrotische Herde zu finden, außerdem ikterische Bindehäute, Herzbeutel-, Brust- und Bauchhöhlenergüsse.

In der Folge von Infektionen mit EHV-1 werden mitunter auch neurologische Symptome (Parese-Paralyse-Syndrom) beobachtet. Charakteristisch sind Kolikerscheinungen und Koordinationsstörungen. Bei mildem Verlauf kann es zu einer Heilung kommen. Schwerere Verlaufsformen mit Blasenlähmung, herabgesetztem Schweiftonus und Paresen der Hinterhand oder Paralyse haben eine schlechte Prognose.

Pathogenese

EHV-1 gelangt in Tröpfchen aerogen oder durch direkten Kontakt mit Nasensekreten erkrankter Pferde an die lymphatischen Gewebe der Schleimhäute des Nasen-Rachen-Raumes. Nach primärer Virusvermehrung kommt es zu einer Leukozyten-assoziierten Virämie, wogegen eine Infektion mit EHV-4 meist auf den Respirationstrakt als primären Replikationsort beschränkt bleibt. In der Folge der lympho-hämatogenen Virusverbreitung gelangt EHV-1 grundsätzlich in alle Körperregionen, wobei der Genitaltrakt, insbesondere der Uterus trächtiger Tiere, der Hauptmanifestationsort ist. Leber, Lunge und Milz des infizierten Fetus sind besonders betroffen, jedoch kann die Infektion praktisch alle fetalen Gewebe erfassen. EHV-4 ist an Aborten selten beteiligt. Infektionen betreffen postnatal besonders Jungtiere; bei älteren Pferden verlaufen sie meistens inapparent.

Nicht vollständig geklärt ist die Pathogenese neurologischer Ausfallerscheinungen in Verbindung mit EHV-1- oder seltener EHV-4-Infektionen. Eine Infektion des Endothels von kleinen Gefäßen des Rückenmarks kann offenbar zu Vaskulitiden mit Thrombosen und Nekrosen führen, so dass eine sekundäre Ischämie und Hypoxie zu einem neuronalen Untergang führt. In diesem Zusammenhang werden auch Ablagerungen von Immunkomplexen und nachfolgende Schädigung des Endothels durch eine Arthus-Reaktion verantwortlich gemacht. In neueren molekularen Studien an neuropathogenen Virusstämmen wird eine Mutation in deren DNA-Polymerase-Gen als (Mit-)Ursache diskutiert.

Pathogenetisch und epidemiologisch bedeutungsvoll ist die Viruslatenz und Reaktivierbarkeit beider Virustypen wegen der damit verbundenen Ausscheidung von infektiösem Virus ohne klinische Anzeichen.

Diagnostik

Direkter Infektionsnachweis

Am lebenden Tier

Bei respiratorischen Erscheinungen eignen sich Trachealspül- und Nasentupferproben, bei Abortfällen fetales und Plazentagewebe zur Virusisolierung in Zellkulturen mit serologischer Identifizierung der Isolate (IFT und SNT) oder Nachweis mittels PCR.

EHV-1 besitzt ein relativ weites Wirtszellspektrum. In Zellkulturen aus Pferde-, Kaninchen-, Hamster- oder Schweinenieren vermehrt sich das Virus mit deutlichem zpE (Synzytienbildung, Zelllysis). EHV-4 hingegen sollte in equinen Zellkulturen angezüchtet werden.

Am toten Tier

Gewebeproben aus dem Respirationstrakt können für Antigennachweise mittels IFT in Gefrierschnitten direkt oder nach Anzucht in Zellkulturen verwendet werden. Bei Aborten sind Gefrierschnitte von fetalen Organen auf Virusantigen (IFT) oder Organverreibungen in Zellkulturen zu untersuchen.

Indirekter Infektionsnachweis

Mittels VNT können Serumpaare (Intervall drei bis vier Wochen) auf mindestens vierfachen nAk-Anstieg untersucht werden. ELISAs sind ebenfalls zum Ak-Nachweis geeignet.

Prophylaxe

Auch vakzinierte Pferde können nach Infektion mit dem Feldvirus latente Virusträger werden und unter bestimmten Umständen intermittierend Viren ausscheiden. Immunprophylaktische Maßnahmen zielen daher hauptsächlich auf die Verhinderung oder Minderung von respiratorischen Erkrankungen und gegebenenfalls Aborten sowie Reduktion der Viruszirkulation ab. Impfprogramme sind deshalb bestandsbezogen zu planen und konsequent, das heißt regelmäßig und alle Tiere einbeziehend, durchzuführen! Eingesetzt werden Lebend- oder (häufiger) Totvakzinen, die auch als Kombinationsimpfstoffe, z. B. zusammen mit Influenzavirus, erhältlich sind.

Bekämpfung

Zur Verhinderung von respiratorischen Erkrankungen und Aborten sind strenge seuchenhygienische Maßnahmen wie Quarantäne bei Neuzugängen, Abtrennung von Zuchtstuten von den übrigen Stallabteilungen und gegebenenfalls nur Einstellung von vakzinierten Pferden in geimpfte Bestände erforderlich. Einzelne Zuchtverbände haben Bekämpfungsprogramme auf freiwilliger Grundlage geschaffen. Diese beinhalten Impfpflicht, die Untersuchung aller abortierten Feten und gegebenenfalls Sperr- und Quarantänemaßnahmen in den betroffenen Gestüten.

Literatur

HARLESS, W., PUSTERLA, N. (2006): Equine herpesvirus 1 and 4 respiratory disease in the horse. Clin. Tech. Equine Pract. 5: 197–202.

KYDD, J. H., TOWNSEND, H. G. G., HANNANT, D. (2006): The equine immune response to equine herpesvirus-1: The virus and its vaccines. Vet. Immunol. Immunpathol. 111: 15–30.

PATEL, J. R., HELDENS, J. (2005): Equine herpesviruses 1 (EHV-1) and 4 (EHV-4) – epidemiology, disease and immunoprophylaxis: A brief review. Vet. J. 170: 14–23.

1.9 Koitalexanthem der Pferde    L. Haas, O.-R. Kaaden

Syn.: equine coital exanthema (ECE); genital horse pox; equine venereal vulvitis / balanitis; coital vesicular exanthema

Kurzbeschreibung

Das Koitalexanthem ist eine virusbedingte (EHV-3), sporadisch vorkommende Deckseuche der Equiden. Es handelt sich um eine relativ gutartige, pockenähnliche Erkrankung, die bei Stuten und Hengsten lokal auf die Schleimhäute des äußeren Genitaltraktes beschränkt bleibt. Aborte und Infertilität sind im Zusammenhang einer EHV-3-Infektion nicht beschrieben worden.

Ätiologie

Das Koitalexanthem wird durch das equide Herpesvirus Typ 3 (EHV-3), ein Alphaherpesvirus aus der Familie Herpesviridae, verursacht (s. Anhang). Es ist serologisch von EHV-1 und -4 verschieden.

Klinische und pathologische Leitsymptomatik

Die Veränderungen an den Genitalschleimhäuten bei Stute und Hengst beginnen zunächst mit einer deutlichen, generalisierten Rötung und Schwellung. Danach kommt es nach zwei bis drei Tagen zur Bildung miliarer Bläschen, die sich zu Pusteln entwickeln und konfluieren. Die Läsionen ähneln Pocken. Ein mukopurulenter Ausfluss kann vorhanden sein. Ohne bakterielle Beteiligung sind die Tiere meist fieberfrei. In seltenen Fällen können Läsionen auch an anderen Stellen (z. B. Lippen, Nüstern) beobachtet werden.

Pathogenese

Das Virus wird durch Hautkontakt während des Deckaktes übertragen. Nach einer Inkubationszeit von ca. sieben Tagen entstehen an den Genitalschleimhäuten kleine Papeln, die zu Vesikeln und Pusteln werden. Diese platzen und hinterlassen flache Erosionen mit einem Durchmesser von 5–10 mm, welche häufig konfluieren. Es zeigen sich deutliche Entzündungssymptome und Ödeme. Histologisch lassen sich intranukleäre Einschlusskörperchen nachweisen. Diese Veränderungen heilen spontan unter Krustenbildung nach einigen Tagen bis wenigen Wochen ab, wobei Sekundärinfektionen (z. B. mit Streptokokken) den Schweregrad wie auch die Dauer der Erkrankung beeinflussen können. Es bleiben häufig pigmentlose Narben im Bereich der Vulva zurück, die lebenslang sichtbar sind.

Diagnostik

Direkter Infektionsnachweis

Der Erregernachweis aus den Hautveränderungen betroffener Tiere erfolgt über die Anzucht in equinen Zellkulturen, wo sich das Virus leicht mit deutlichem zpE vermehrt. Eine Abgrenzung von anderen Erregern, wie EHV-1, kann z. B. über einen IFT erfolgen.

Alternativ kann eine spezifische PCR durchgeführt werden.

Indirekter Infektionsnachweis

Der Nachweis von EHV-3-spezifischen Ak ist beispielsweise mittels VNT möglich, spielt aber eine untergeordnete Rolle.

Prophylaxe und Bekämpfung

Eine palliative Behandlung (wie Antibiose zur Behandlung von Sekundärinfektionen und Verabreichung lokal wirksamer antiseptischer und antiinflammatorischer Substanzen) kann eingeleitet werden.

Die Bekämpfung erfolgt über einen Ausschluss akut infizierter Tiere von der Zucht und Decksperren sowie dem Einhalten einer konsequenten Hygiene.

Eine Vakzine ist nicht verfügbar.

Literatur

SEKI, Y., SEIMIYA, Y. M., YAEGASHI, G., KUMAGAI, S., SENTSUI, H., HISHIMORI, T., ISHIHARA, R. (2004): Occurence of equine coital exanthema in pastured draft horses and isolation of equine herpesvirus 3 from progenital lesions. J. Vet. Med. Sci. 66: 1503–1508.

2 Virusinfektionen der Rinder

2.1 Maul- und Klauenseuche (MKS)   B. Haas

Syn.: Aphthenseuche; foot and mouth disease; fièvre aphtheuse

Kurzbeschreibung

Die Maul- und Klauenseuche (MKS) ist eine hochkontagiöse, fieberhafte Allgemeinerkrankung der Paarhufer. Das typische klinische Bild der MKS ist geprägt durch die Bildung von Bläschen (Aphthen) und Erosionen an kutanen Schleimhäuten und unbehaarten Teilen der Haut, insbesondere im Bereich des Maules und der Klauen. Die Krankheit verläuft bei erwachsenen Tieren meist nicht letal, führt aber zu einem lang anhaltenden Leistungsabfall. Bei Jungtieren können hohe Verluste durch Schädigung des Herzmuskels auftreten. Obwohl die MKS in Europa in den 60er bis 80er Jahren des 20. Jahrhunderts getilgt wurde, gehört sie wegen ihrer potenziell katastrophalen Auswirkungen auf die Landwirtschaft der Industrie- und fortgeschrittenen Schwellenländer auch heute noch zu den wirtschaftlich bedeutsamsten Tierseuchen. Die MKS kommt in vielen Ländern Asiens, Afrikas und Südamerikas sowie in der Türkei endemisch vor. Der verheerende Seuchenzug von 2001 zeigte erneut, dass die Seuche auch in seit Jahrzehnten MKS-freie Länder jederzeit wieder eingeschleppt werden kann. Nachdem die MKS Anfang Februar 2001 durch Verfütterung nicht erhitzter Speiseabfälle in einen Schweine haltenden Betrieb in Großbritannien eingeschleppt worden war, kam es durch Verbreitung des Virus über die Schafpopulation zu einem Seuchenzug mit 2030 Ausbrüchen allein in Großbritannien. In 9585 infizierten Betrieben und Kontaktbetrieben mussten dort 3932000 Tiere getötet werden, davon etwa 600000 Rinder und 3189000 Schafe. Weitere 1,87 Millionen Tiere mussten getötet werden, weil sie wegen der Handelssperren weder genutzt noch in andere Gebiete transportiert werden konnten. Ausgelöst wurde der Seuchenzug durch ein Virus aus der panasiatischen Gruppe des MKS-Serotyps O, welches zuvor schon u. a. in Japan und Südkorea Ausbrüche verursacht hatte. Die Seuche wurde mit Tiertransporten in die Republik Irland, nach Frankreich und in die Niederlande verschleppt. Als volkswirtschaftlicher Schaden durch den Seuchenzug werden Beträge über 10 Mrd. Euro geschätzt. Die MKS hat nur eine sehr geringe zoonotische Bedeutung; sie kann in seltenen Fällen bei unmittelbarem Kontakt zu erkrankten Tieren Exantheme verursachen. Für den Verbraucher bestünde in Europa im Falle der Einschleppung keine Gefahr.

Ätiologie

Die MKS ist die erste Krankheit, für deren Erreger eine Virusnatur beschrieben wurde (Loeffler und Frosch, 1897 / 98). Der Erreger gehört zur Familie Picornaviridae, Genus Aphthovirus (s. Anhang), und zeichnet sich durch eine ausgeprägte Variabilität aus. Es existieren sieben Serotypen, die wiederum in eine Vielzahl von Untertypen unterteilt werden. Die Typen O, A und C traten früher auch in Europa endemisch auf, in Asien gibt es zusätzlich den Typ Asia und in Afrika die Serotypen SAT1, SAT2 und SAT3.

Klinische und pathologische Leitsymptomatik

Die Inkubationszeit beträgt meist drei bis sieben Tage. Beim Rind ist Fieber das erste Krankheitszeichen. Es hält i. d. R. nur einen bis drei Tage bis zum Auftreten der Sekundäraphthen an, kann aber aufgrund von Sekundärinfektionen später wieder ansteigen. Als weiteres Frühsymptom ist ggf. ein Abfall der Milchleistung zu beobachten. Die Tiere speicheln, die Maulschleimhaut ist gerötet und die Futteraufnahme geht zurück. Dann treten auf der Maulschleimhaut und den Klauen, u. U. auch am Euter, Aphthen auf, die nach dem Platzen rasch abheilen. Zwar gilt das Rind als die Spezies, bei der das klinische Bild meist am deutlichsten ausgeprägt ist, aber bei den Seuchenzügen der letzten Jahre zeigten sich auch Ausnahmen. Beim Schaf sind die Krankheitszeichen, insbesondere die Veränderungen der Maulschleimhaut, meist schwächer ausgeprägt oder fehlen ganz. Zu achten ist beim Schaf außer auf Lahmheiten auf rasch verheilende Bläschen im Maulbereich, insbesondere am Gaumen, auf Fieber, Inappetenz, Aborte und Lämmerverluste. Großflächige Konfluenzen der Schleimhautläsionen fehlen beim Schaf. Die Prävalenz in der Herde ist oft gering. Bei der Ziege verläuft die MKS meist gutartig und ohne Allgemeinstörungen. Es finden sich schnell zerplatzende Blasen in der Maulschleimhaut, nach deren Platzen sich eine Stomatitis erosiva entwickelt. Die Klauen sind nur selten betroffen. Auch Rhinitis, Milchrückgang und das Bild eines »dicken Kopfes« durch aufgestellte Haare können auf MKS hinweisen. Sowohl beim Schaf wie bei der Ziege fehlt das beim Rind zu beobachtende Speicheln und Schmatzen. Beim Schwein treten Aphthen vorwiegend an den Sohlenballen, im Klauenspalt und am Kronsaum sowie z. T. an der Rüsselscheibe auf. Häufig sind die Aphthen zum Zeitpunkt der Untersuchung nur noch als Schorf erkennbar. Auch an der Gesäugeleiste säugender Sauen können Aphthen auftreten. Die Tiere zeigen einen »klammen Gang« oder bewegen sich bei starken Schmerzen nur noch rutschend auf den Karpalgelenken. Für meist drei bis vier Tage tritt Fieber zwischen 40 und 41 °C auf. Häufig werden schwere Verluste unter Saugferkeln (myotrope Komponente) ohne Veränderungen an den Schleimhäuten beobachtet.

Pathogenese

Das MKS-Virus zeigt einen ausgeprägten Epitheliotropismus. Histologisch liegt der Aphthenbildung eine Kolliquationsnekrose des Schleimhautepithels zugrunde, die im Stratum spinosum beginnt. Das Stratum germinativum ist davon ausgenommen, was die Heilung begünstigt. Bei Jungtieren kann das MKS-Virus einen Myotropismus zeigen, bei dem es zur Zenkerschen Degeneration des Myokards (»Tigerherz«) mit perakuten Todesfällen kommt.

Diagnostik

Die MKS ist anzeigepflichtig. Der Amtstierarzt sendet Proben an das Friedrich-Loeffler-Institut. Die Labordiagnostik hat zunächst die Aufgabe den Primärausbruch festzustellen. Die rRT-PCR ermöglicht es heute, die Bearbeitungszeit zu verkürzen und die Sicherheit der Diagnose zu verbessern. Das isolierte Virus ist zu charakterisieren, um ggf. Empfehlungen für einen Impfstoff abgeben zu können. Wenn es gelungen ist, die Seuche zum Stillstand zu bringen, müssen serologische Untersuchungen die Entscheidungen zur Aufhebung von Maßnahmen in den betroffenen Gebieten unterstützen. Neue Aufgaben für die Serologie ergeben sich aus der Möglichkeit, infizierte von lediglich geimpften Beständen zu unterscheiden. Heutige inaktivierte MKS-Vakzinen erzeugen Ak praktisch nur gegen die Strukturproteine des Virus, während infizierte Tiere auch Ak gegen Nicht-Strukturproteine ausbilden. Diese können durch geeignete Tests nachgewiesen werden. Leider kann die Immunantwort gegen Nichtstrukturproteine bei geimpften und dann symptomlos infizierten Tieren gelegentlich auch ausbleiben, so dass dieses Untersuchungsprinzip zwar als Herdentest geeignet ist, nicht aber für die sichere Beurteilung von Einzeltieren.

Prophylaxe

Sie erfolgt in erster Linie durch Beschränkung der Länder, aus denen lebende Tiere und Fleisch- oder Fleischprodukte eingeführt werden. Auch ist das Verfüttern von Speiseabfällen untersagt und der Zutritt zu den Tierbeständen sollte möglichst beschränkt werden (Betriebshygiene).

Bekämpfung

Die besondere Bedeutung der MKS beruht auf den wirtschaftlichen Verlusten, die eine Einschleppung dieser Seuche hervorruft. Diese resultieren nicht zuletzt aus den zu ihrer Bekämpfung erforderlichen Maßnahmen (Verbringungsverbote, Bestandstötungen). Infizierte Wiederkäuer, sogar wenn sie dank einer Impfung niemals klinische Symptome gezeigt haben, können über Monate bis Jahre Virus ausscheiden (carrier-Status). Die Bekämpfung der MKS wird zusätzlich dadurch erschwert, dass das Virus sich ständig wandelt und neue Stämme ausbildet, was zur Entwicklung neuer Impfstoffe zwingt. Mitte der 1930er Jahre wurde gegen die MKS der erste inaktivierte Impfstoff (Formalin-Adsorbat-Vakzine) gegen eine Viruskrankheit entwickelt. In der EU wurde die vorbeugende MKS-Impfung (der Rinder) 1991 eingestellt. Sie hatte ihre Aufgabe, die Tilgung der in Europa auftretenden MKS-Stämme, erfüllt und hätte keinen sicheren Schutz gegen aus dem Ausland eingeschleppte Stämme geboten. Jedoch besteht im Einschleppungsfall die Möglichkeit der Notimpfung, wozu in nationalen und internationalen Impfstoffbanken Antigenkonzentrate der wichtigsten Stämme vorgehalten werden. Weltweit gelten für die Verhütung und Bekämpfung der MKS strenge Regeln der OIE, in der EU die »Richtlinie des Rates über Maßnahmen der Gemeinschaft zur Bekämpfung der Maul- und Klauenseuche« (2003 / 85 / EG) und in Deutschland die »Verordnung zum Schutz gegen die Maul- und Klauenseuche«.

Literatur

HAAS, B (2001): Die Maul- und Klauenseuche: Klinik, aktuelle Seuchenlage, Bekämpfungsverfahren, Probennahme und Diagnostik. Tierärztl. Umschau 56: 616–628.

HAAS, B. (2001): Die Diagnostik der Maul- und Klauenseuche. Dtsch. tierärztl. Wochenschr. 108: 508–513.

RÖHRER, H., OLECHNOWITZ, A. F. (1980): Maul- und Klauenseuche. Infektionskrankheiten und ihre Erreger. Band 18, Gustav Fischer-Verlag, Jena.

2.2 Rinderpest (RP)   T. Harder, L. Haas

Syn.: cattle plague; peste bovine

Kurzbeschreibung

Rinderpest (RP) ist eine systemische Infektion mit diphtheroiden Entzündungen des Verdauungstraktes und Sterblichkeiten bis über 90 %. Generell sind alle Paarhufer (Artiodactyla), also auch Schafe, Ziegen und Schweine empfänglich, bei denen die Infektion jedoch meist subklinisch verläuft.

Ätiologie

Das RP-Virus (RPV) wird dem Genus Morbillivirus in der Familie Paramyxoviridae zugeordnet (s. Anhang). Obgleich serologisch einheitlich, kann die Virulenz einzelner RPV-Stämme beträchtlich variieren.

Klinische und pathologische Leitsymptomatik

Nach einer Inkubationsphase von drei bis neun Tagen (Kontaktexposition) setzt Fieber ein. Die Prodomalphase dauert zwei bis fünf Tage, darauf folgt die Manifestationsphase (Schleimhautphase). Letztere ist klinisch gekennzeichnet durch starke seromuköse Augen- und Nasensekretion und fokalen, zur Konfluierung neigenden Erosionen an den Maulschleimhäuten. Es kann eine Diarrhoephase folgen, mit zunächst profus-wässrigem, später zunehmend hämorrhagischem Durchfall (schlechte Prognose). Die Virusexkretion erfolgt mit allen Körperausscheidungen, besonders Nasen- und Augensekret. Die Aktivierung latenter Infektionen (z. B. Anaplasmen) sowie sekundäre bakterielle Infekte werden begünstigt. Die Tiere sterben oder es tritt eine z. T. mehrwöchige Rekonvaleszenzphase ein.

Das pathologische Bild wird vor allem durch erosive Läsionen der Schleimhaut des Magen-Darm-Traktes bestimmt. Histologisch tritt eine unterschiedlich ausgeprägte Depletion lymphatischer Organe und Synzytien- und Einschlusskörperchenbildung im Schleimhautepithel hervor.

Pathogenese

Nach oronasaler Aufnahme vermehrt sich RPV primär in den Tonsillen und regionären Lymphknoten. Im Blut sowie im Nasensekret ist RPV kulturell am Tage des Fieberbeginns, z. T. auch schon einen bis zwei Tage früher nachweisbar. Die Virämie ist stark zellgebunden. Sie kann über den Zeitpunkt nachweisbarer Ak-Bildung hinaus für wenige Tage fortbestehen. Die virusinduzierte Immunsuppression fördert opportunistische bakterielle und parasitäre Infektionen, die den weiteren Krankheitsverlauf entscheidend bestimmen können.

Diagnostik

Direkter Infektionsnachweis

Am lebenden Tier

Als Proben eignen sich je nach Untersuchungstechnik heparinisiertes Blut, Maulschleimhautbioptate, Lymphknotenaspirate, Augen- und Nasentupfer. Hierfür sind febrile Tiere mit beginnenden Schleimhautläsionen und noch klarer, seromuköser Augen- bzw. Nasensekretion auszuwählen. RPV-Antigen kann mittels antigen-capture-ELISA aus Nasen- bzw. Augensekreten oder mittels IFT in Stanzproben binnen weniger Stunden nachgewiesen werden. Eine einfache und kostengünstige Methode ist der Nachweis von RPV-Antigen mit Hilfe des AGPT. Die kulturelle Virusisolierung (Vero-, B95a-Zellen) erfolgt am lebenden Tier bevorzugt aus der Leukozytenfraktion des peripheren Blutes, kann jedoch lange dauern. Mit Hilfe der RT-PCR kann RPV-RNA mit sehr hoher Sensitivität in Leukozyten oder Gewebebioptaten nachgewiesen werden.

Am toten Tier

Ein Antigennachweis mittels IFT oder PLA in Gefrierschnitten lymphatischer Organe und im Gastrointestinaltrakt, insbesondere an der Ileozäkalklappe, kann versucht werden.

Indirekter Infektionsnachweis

Zum Ak-Nachweis ist der NT oder der kompetitive ELISA (vorgeschrieben für internationalen Handel) nur in solchen Gebieten sinnvoll, in denen ein RPV-Impfverbot besteht und epidemiologische Gründe es erfordern.

Prophylaxe

Zur Vakzination von Rinderpopulationen in Gebieten, in denen RP endemisch vorkommt, kann die Zellkulturvakzine (Plowright-Vakzine) eingesetzt werden. Rekombinationsvakzinen auf der Basis von Vaccinia- und Capripoxvirus exprimieren die Glykoproteine des RPV, die die Hauptziele einer protektiven Immunität darstellen. Diese Vakzinen weisen eine erhöhte Thermostabilität auf und im Falle der Capripoxrekombinanten werden die Impflinge gleichzeitig gegen die in den Tropen weit verbreitete Capripoxinfektion bei Rindern, die lumpy skin disease (LSD), geschützt.

Bekämpfung

Rinderpest ist anzeigepflichtig. In Gebieten, die frei von RP sind (Europa, Amerika, Australien und Asien), besteht ein Behandlungs- und Impfverbot. Ausbrüche werden durch rigorose veterinärpolizeiliche Maßnahmen (stamping out, stand still) kontrolliert. Zurzeit werden weltweit keine Impfungen (mehr) durchgeführt. Das global rinderpest eradication programme (GREP) der food and agriculture organization (FAO) strebt eine weltweite Eradikation der Rinderpest bis zum Jahre 2010 an.

Literatur

ROEDER, P. L., TAYLOR, W. P. (2002): Rinderpest. Vet. Clin. Food Anim. 18: 515–547.

WOHLSEIN, P., SALIKI, J. (2006): Rinderpest and peste des petits ruminants – the diseases: clinical signs and pathology. In: BARRETT, T., PASTORET, P.-P., TAYLOR, W. P. (Hrsg.): Rinderpest and peste des petits ruminants: virus plagues of large and small ruminants. Academic Press, New York, S. 68–85.

2.3 Enzootische Leukose der Rinder (EBL)   L. Haas

Syn.: Lymphosarkomatose; bovine leukemia; enzootic bovine leukosis; bovine lymphomatosis; malignant lymphoma

Kurzbeschreibung

Infektionen mit dem bovinen Leukosevirus (BLV) können sich durch Serokonversion, persistierende Lymphozytose und bei älteren Tieren in der Bildung von Tumoren manifestieren. Meistens verläuft die Infektion klinisch inapparent. Von der EBL zu unterscheiden sind sporadisch auftretende Leukosen, für die keine infektiöse Ätiologie bekannt ist (juvenile Lymphosarkomatose, Thymusform, Hautform).

Ätiologie

BLV ist ein onkogenes Retrovirus, welches zum Genus Deltaretrovirus zählt (s. Anhang). Rinder bilden das natürliche Reservoir für das BLV. Schafe können experimentell infiziert werden. BLV-Nukleotidsequenzen sind sehr gut konserviert, selbst die Gene für die Hüllproteine zeigen (weltweit) nur eine geringe Variabilität.

Klinische und pathologische Leitsymptomatik

Bei den meisten Rindern verläuft die Infektion klinisch inapparent. Erkrankungen werden nur bei der Tumorform beobachtet, wobei sich das raumfordernde Wachstum der Tumoren bei den betroffenen Tieren in einer Vielzahl von Symptomen widerspiegelt, wie beispielsweise Milchrückgang, Anorexie, Gewichtsverlust, vergrößerte Lymphknoten, Schluckbeschwerden, Indigestion, Durchfall, Paralyse oder Exophthalmus.
Pathologisch zeigen sich bei der Tumorform (lymphatische Leukose) vergrößerte Lymphknoten mit speckiger Schnittfläche, mitunter findet sich eine zentrale Nekrose. Die Milz kann deutlich vergrößert sein und Nekrosen und Blutungen aufweisen.

Pathogenese

Für eine natürliche Übertragung ist der Transfer von infizierten Lymphozyten mit Blut oder Sekreten erforderlich. Enger Kontakt zwischen Rindern begünstigt eine Infektion. Virusinfizierte Zellen wurden in Milch und Kolostrum, Trachealspülproben und Nasensekreten nachgewiesen. Alle Maßnahmen, bei denen es zum Übertritt von Blut zwischen Tieren kommen kann, bergen ein großes Übertragungsrisiko (Impfungen, Blutprobenentnahmen, Enthornungen, Tätowierungen etc.). Eine vertikale (in utero) Übertragung spielt eine untergeordnete Rolle. In vivo zeigt das BLV einen Tropismus für B-Zellen. Das Virus persistiert lebenslang im infizierten Wirt.
Eine Infektion kann unterschiedliche Verlaufsformen zur Folge haben:

• Der Großteil der Tiere serokonvertiert, entwickelt keine hämatologischen Veränderungen und bleibt klinisch unauffällig (inapparente, »aleukämische« Form).

• Etwa 30 % (−70 %) der infizierten Tiere entwickeln eine persistierende Lymphozytose (PL). Hierbei ist die absolute Lymphozytenzahl im Blut im Verhältnis zu nicht infizierten Tieren des gleichen Alters und der gleichen Rasse signifikant über lange Zeit erhöht. Die Tiere zeigen im Allgemeinen keine klinischen Symptome.

• Etwa 1–10 % der infizierten Tiere entwickeln nach vier bis acht Jahren Tumoren, mit oder (seltener) ohne vorhergehende persistierende Lymphozytose. Die Tumoren, meist Lymphome oder Lymphosarkome, sind multizentrisch, infiltrierend und zeigen B-Zellcharakteristika. Prädilektionsstellen sind Milz, Lymphknoten, Abomasum (Labmagen), Herz, Uterus, Nieren, Rückenmark und Orbita.

Die Empfänglichkeit hinsichtlich der Infektion, der Entwicklung einer Lymphozytose sowie von Tumoren scheint unabhängig voneinander von genetischen Faktoren des Wirtes beeinflusst zu sein.

Diagnostik

Direkter Infektionsnachweis

Die kulturelle Virusisolierung ist möglich, aber aufwendig und wird nicht routinemäßig durchgeführt. Bei der Reagentensuche kann die PCR zum BLV-Provirusnachweis sinnvoll sein.

Indirekter Infektionsnachweis

Die Methode der Wahl ist der Ak-Nachweis. Aufgrund der Viruspersistenz gelten serologisch positive Tiere als infiziert. Der Ak-Nachweis wird mittels ELISA oder (seltener) mit Hilfe des AGPT durchgeführt. Als Untersuchungsmaterial eignen sich Serum und Milch (ELISA).

Prophylaxe

Eine Vakzine existiert nicht.

Bekämpfung

Die Rinderleukose ist anzeigepflichtig (gilt nicht für sporadische Formen). Grundlage der Bekämpfung ist die »Rinder-Leukose-Verordnung«. Unter anderem sind vorgesehen: Verbot von Impfungen und Heilversuchen, Gehöftsperre, Tötung von Tieren mit leukotischen Tumoren oder positivem serologischen Befund, Reinigungs- und Desinfektionsmaßnahmen.

In Deutschland kommt die EBL nur noch sporadisch vor (so gab es 2007 neun Fälle). Deutschland gilt nach EU-Recht als leukosefreier Mitgliedsstaat. Zur Überwachung der Leukosefreiheit werden regelmäßig BLV-Ak-Untersuchungen in Blut oder Milch durchgeführt.

Literatur

JOHNSON, R., KANENEE, J. B. (1992): Bovine leukaemia virus and enzootic bovine leukosis. Vet. Bull. 62: 287–312.

STRAUB, O. C. (1988): Enzootische Rinderleukose – eine Retroviruskrankheit. Tierärztl. Prax. 16: 353–357.

TRAININ, Z., BRENNER, J. (2005): The direct and indirect economic impacts of bovine leukemia virus infection on dairy cattle. Israeli J. Vet. Med. 60: 94–105.

2.4 Bovine Herpesvirus-Typ1-Infektionen (alle Formen)   M. Ackermann

Geschlechtskrankheiten:
(a) Syn.: Ansteckender Bläschenausschlag; Vesikuläres Koitalexanthem; Infektiöse pustulöse Balanoposthitis (IPB); Infektiöse pustulöse Vulvovaginitis (IPV) Respiratorische bzw. generalisierte Krankheiten:
(b) Syn.: Infektiöse bovine Rhinotracheitis (IBR); red nose of cattle; Herpes-Abort und Herpes-Enzephalitis des Rindes; Buchstabenkrankheit (IBR / IPV)

Kurzbeschreibung

Das Bovine Herpesvirus Typ 1 (BHV-1) kann eine ganze Reihe von Krankheiten verursachen, insbesondere Geschlechtskrankheiten, Krankheiten des Respirationstrakts, der Augen und des ZNS sowie eine generalisierte Form, welche mit seuchenhaftem Abort einhergeht. Bei allen Formen, außer den zwei letztgenannten, kann die Krankheit verschiedene Schweregrade annehmen, so dass der Verlauf alle Schattierungen von akut über milde bis zu subklinisch umfassen kann. Während die Formen der Geschlechtskrankheit in der Regel gutartig verlaufen, kann die IBR in Milchviehherden verheerende Schäden anrichten. Unter Jungtieren kann es zu Wachstumsverlusten und Todesfällen kommen. Bei älteren Rindern überwiegen Allgemeininfektionen mit hohem Fieber, plötzlichem Milchrückgang, sporadischen Todesfällen und den gefürchteten Abortstürmen. Einmal infizierte Tiere bleiben lebenslang Virusträger und können das Virus periodisch, ohne jegliche klinische Symptomatik, ausscheiden.

Ätiologie

BHV-1 ist der Familie Herpesviridae, Subfamilie Alphaherpesvirinae, Genus Varicellovirus zugeordnet. Serologisch ist BHV-1 einheitlich; die ZNS-Form kann allerdings auch vom serologisch etwas entfernter verwandten BHV-5 verursacht sein (s. Anhang).

Klinische und pathologische Leitsymptomatik

(a) IPV und IPB

Entzündungen der Genitalschleimhäute mit miliaren bis flächenhaften Nekrosen und Erosionen u. a. im Scheidenvorhof (IPV, Bläschenausschlag), bei Bullen (IPB) gelegentlich Orchitis und Adhäsionen durch diphtheroide Entzündungen. Verläuft meist gutartig mit Spontanheilung.

(b) IBR

Die Inkubationszeit beträgt zwei bis sechs Tage; IBR beginnt mit hohem Fieber (bis 41 °C), gestörtem Allgemeinbefinden und Hyperämie der Nasenschleimhäute. Nasenausfluss ist anfänglich profus-serös, später mukopurulent. Solitäre miliare Nekrosen vergrößern sich, konfluieren und führen meist in wenigen Tagen zu abheilenden Erosionen. Sehr häufig sind die Augen mitbetroffen, was sich in Form von Konjunktivitis und Keratitis äußert. Die Morbidität kann je nach Immunitätslage hoch sein (bis 100 %). Diaplazentare Übertragungen und nachfolgende, seuchenhafte Aborte sind bei seronegativen Tieren nicht selten.

Gefürchtet ist die Ausbreitung in das ZNS mit nachfolgender Enzephalitis. Ohne bakterielle Sekundärbesiedlung, bzw. ohne Einbezug des ZNS, ist die Letalität meist niedrig (etwa 2–3 %). Beim Auftreten von seuchenhaften Aborten ist stets an IBR zu denken.

Pathogenese

(a) IPV und IPB

Die Infektion erfolgt normalerweise bei genitalem Schleimhautkontakt zwischen Rind und Stier. Allerdings kann BHV-1 auch mittels Insemination mit kontaminiertem Sperma übertragen werden. Die Infektion bleibt meist lokal auf die infizierten Genitalschleimhäute beschränkt.
Nach dem Haften des Virus treten Entzündungen der Schleimhäute von Vagina und Vestibulum (IPV) bzw. IPB beim Bullen auf. Auf den befallenen Genitalschleimhäuten finden sich stecknadelkopf- bis erbsengroße, grauweiße, bläschenartige Erhebungen (Bläschenausschlag). Nekrosen und Erosionen heilen meist ohne Störungen des Allgemeinbefindens komplikationslos innerhalb von zwei bis vier Wochen völlig ab.

(b) IBR

Die Ausprägung der IBR wird bestimmt durch den Virusstamm, den Infektionsweg sowie das Alter und den Immunstatus des betroffenen Tieres. Auch die Nutzungsrichtung, Umwelteinflüsse, Stressfaktoren sowie virale und bakterielle Sekundärinfektionen spielen eine Rolle.
Bei oronasalem Eindringen kommt es zur Primärvermehrung in den Epithelien des oberen Respirationstrakts, der Konjunktiven sowie in den Tonsillen. Durch lympho-hämatogene Ausbreitung und Virämie kann das Virus den ungeborenen Fetus erreichen und gelegentlich auch mittels der Milch ausgeschieden werden.

Bei diaplazentarer BHV-1-Infektion kann der Fetus zu jedem Zeitpunkt der Trächtigkeit abortiert werden, jedoch am häufigsten während des letzten Drittels (Spätabort). Abortierte Feten zeigen makroskopisch keine infektionstypischen Veränderungen. Mikroskopisch finden sich Nekroseherde besonders in der Leber sowie den Nieren und Nebennieren.

Ob die Infektion des ZNS aszendierend erfolgt oder ebenfalls abhängig von einer Virämie ist, bleibt vorerst umstritten. Man geht heute davon aus, dass diese Form sehr selten vorkommt. BHV-5, ein serologisch verwandtes Virus mit einer hohen Ähnlichkeit zu BHV-1 auch in Bezug auf die virale DNA-Sequenz, wird als eigentlicher Erreger solcher Enzephalitiden betrachtet.
Für Pathogenese, Epizootiologie und Bekämpfungsverfahren sind latente Infektionen bedeutungsvoll. Latenz kann mit Phasen der Virusausscheidung abwechseln. Dabei muss es keineswegs zu klinischen Symptomen beim Ausscheider kommen. Latente Infektionen können durch endo- oder exogene Einflüsse (z. B. Geburten, Transporte, Impfung, Immunsuppressiva) reaktiviert werden. Jedes Rind mit spezifischen Ak gegen BHV-1 ist permanent als Virusträger und potenzieller Virusausscheider und -überträger anzusehen.

Diagnostik

Direkter Infektionsnachweis

Am lebenden Tier

Untersuchungsmaterialien sind gekühlt (4–10 °C) einzusenden. Für Virusisolierungen eignen sich Tupfer von Nasensekret oder Tränenflüssigkeit sowie Nasen- und Konjunktivaltupferproben bei IBR bzw. Vaginaltupferproben bei IPV und Präputialspülproben oder Spermaproben bei IPB. In primären Zellkulturen von Rinderfeten (Nasenepithel-, Lungen-, Trachea-, Nierenzellen) oder Kulturen boviner Zelllinien (z. B. MDBK) tritt in wenigen Tagen ein deutlicher zpE auf. Die Identifizierung des Isolates erfolgt mittels SNT und Restriktionsenzymanalyse oder PCR. Gesamtdauer der Virusisolierung: drei bis sechs Tage. Für eine schnellere Diagnostik eignet sich die direkte PCR. Diese kann anhand derselben Proben durchgeführt werden.

Am toten Tier

Hierfür eignen sich die kulturelle Virusisolierung oder PCR mit Gewebeproben von veränderten Schleimhautbezirken sowie von Gehirn, Lunge, Lungenlymphknoten oder von Milz und Leber der betroffenen Feten.

Indirekter Infektionsnachweis

Sofern nicht geimpft wurde, können inapparent infizierte sowie rekonvaleszente Rinder mittels ELISA ermittelt werden. Fragliche Reagenten werden mit dem SNT abgeklärt. In der Schweiz sind Impfungen gegen BHV-1 verboten. In anderen europäischen Ländern werden jedoch sog. Markerimpfstoffe verwendet. Um solcherart geimpfte Tiere von natürlich infizierten zu unterscheiden, gibt es die sog. companion-Tests. Diese basieren auf dem ELISA-Prinzip und weisen Ak nach, welche nur nach natürlicher Infektion entstehen, weil die entsprechenden Antigene dem Virus im Markerimpfstoff fehlen (negativer gE-Marker). Serologische Kreuzreaktionen können von BHV-5 sowie vom Ziegenherpesvirus CapHV-1 hervorgerufen werden.

Prophylaxe

Die Verhütung der Einschleppung einer BHV-Infektion geschieht in erster Linie durch Expositionsprophylaxe. Aufgrund der Anzeigepflicht dürfen nur serologisch unverdächtige Tiere gehandelt werden. Sehr wichtig für die Verhütung von Neueinschleppungen ist die Kontrolle von Besamungsstationen sowie von importiertem Sperma für die künstliche Besamung.

Bekämpfung

Alle Formen der BHV-1-Infektion werden gleich behandelt. In der Schweiz und Österreich wird BHV-1 staatlich bekämpft, d. h. seropositive Tiere werden systematisch eliminiert und der gesamte Rinderbestand wird mittels serologischer Stichproben periodisch auf BHV-1-Freiheit überprüft. In Deutschland (Anzeigepflicht) können zur Bekämpfung Markerimpfstoffe eingesetzt werden. In vielen anderen europäischen Ländern gibt es unterschiedliche Bekämpfungsprogramme, die mehrheitlich auf Freiwilligkeit basieren. Im Rahmen dieser Bekämpfungsprogramme werden die genannten Markerimpfstoffe toleriert und eingesetzt mit dem Ziel, den Anteil an latent infizierten Tieren so weit zu senken, dass sich eine direkte Eradikation von Virusträgern lohnt.

Literatur

ACKERMANN, M., ENGELS, M. (2006): Pro and contra IBR-eradication. Vet. Microbiol. 113: 293–302.

BERGMANN, H., KARGE, E. (1988): Zur Pathogenese der Bovinen Herpesvirus-1-Infektion des Rindes. Mh. Vet.Med. 44: 365–368.

ENGELS, M., ACKERMANN, M. (1996): Pathogenesis of ruminant herpesvirus infections. Vet. Microbiol. 53: 3–15.

2.5 Lumpy Skin Disease   L. Haas

Syn.: Hautknotenkrankheit; Dermatitis nodularis; exanthema nodularis bovis; Knopvelsiekte

Kurzbeschreibung

Lumpy skin disease (LSD) ist eine akute bis chronische Erkrankung der Rinder, die durch umschriebene Hautknotenbildung, Fieber und generalisierte Lymphadenitis gekennzeichnet ist. Kleine Wiederkäuer können das Virus vermehren, ohne zu erkranken. LSD ist in Afrika südlich der Sahara verbreitet, außerhalb dieser Region trat die Krankheit sporadisch auf, z. B. in den Vereinigten Arabischen Emiraten, dem Jemen und Israel.

Ätiologie

Das LSD-Virus (LSDV) gehört dem Genus Capripoxvirus (Familie Poxviridae, Subfamilie Chordopoxvirinae) an (s. Anhang). Die Tenazität ist relativ hoch, insbesondere in abgestoßenen, getrockneten Krusten. Das Virus ist Chloroform- und Formalin-empfindlich.

Klinische und pathologische Leitsymptomatik

Die Symptome können stark variieren. Es tritt Fieber auf, welches bis zu zwei Wochen dauern kann. Es zeigen sich kleine Schwellungen der Haut. Während der Generalisationsphase sind die Tiere abgeschlagen, fressen wenig, speicheln, weisen okulonasalen Ausfluss und Agalaktie auf. Die Hautschwellungen werden zu schmerzhaften, ca. 0,5–5 cm großen Knoten. Diese betreffen die Haut, das subkutane Gewebe und die Faszien und reichen gelegentlich bis in die darunter liegende Muskulatur. Die Knoten können im weiteren Verlauf ein abgegrenztes, nekrotisches Zentrum bilden (sitfast). Es zeigen sich Ödeme an Triel, Gliedmaßen und Abdomen. Aufgrund einer Entzündung der Gelenke und der Sehnenscheiden (Tendosynovitis) gehen die Tiere lahm. Die oberflächlichen Lymphknoten sind deutlich vergrößert. Mastitis und Orchitis können auftreten. Die Morbidität variiert beträchtlich. Sie hängt u. a. ab von dem Vorhandensein der Vektoren (s. Abschnitt Pathogenese) und der Empfänglichkeit der Tiere (höher in importierten europäischen Rassen). Die Mortalität ist im Allgemeinen niedrig, die Rekonstitution dauert jedoch lange. Bei klinischen Fällen sind die Häute nicht mehr zu verwerten.

Pathologisch-anatomisch stehen die genannten Hautveränderungen im Vordergrund. Die drainierenden Lymphknoten sind vergrößert und ödematös. In schweren Fällen können Knoten auch an inneren Organen (Lunge, Uterus, Vormägen etc.) gefunden werden. Die Lunge ist ödematisiert und weist fokale Atelektasen auf. Gelegentlich wird eine Pleuritis beobachtet. Synovitis und Tendosynovitis mit Fibrinbeimengungen in der Synovia können auftreten.

Pathogenese

Die Übertragung erfolgt hauptsächlich durch stechende Insekten. Die Inkubationsdauer beträgt eine bis vier Wochen. Die Virämiephase führt zu einer generalisierten Lymphadenitis. Es folgt das Auftreten der Hautknoten. Virus ist in den Hautveränderungen für einige Wochen nachweisbar, ein echter carrier-Status ist hingegen nicht bekannt. LSDV kann jedoch mit dem Sperma noch längere Zeit nach dem Abklingen der klinischen Symptome ausgeschieden werden.

Diagnostik

Direkter Infektionsnachweis

Der direkte Erregernachweis ist möglich mittels Elektronenmikroskopie. Das Virus kann, wenn auch nicht einfach und schnell, in primären Lamm- oder Kälberhodenzelllinien (alternativ in fetalen bovinen Muskelzelllinien) angezüchtet werden, gefolgt vom Nachweis mittels HE-Färbung (intrazytoplasmatische Einschlusskörperchen), direktem IFT oder SNT. Als Probenmaterial eignet sich Gewebe aus den nichtnekrotischen Hautveränderungen oder Lymphknoten.

Indirekter Infektionsnachweis

Der Nachweis von Ak gegen das LSDV ist möglich mittels IIFT, VNT, ELISA sowie Immunblot.

Prophylaxe

In endemischen Gebieten kann gegen die LSD geimpft werden. Zum Einsatz kommen eine homologe (auf dem LSDV-Stamm Neethling beruhende) sowie eine heterologe attenuierte Lebendvakzine, welcher das mit dem LSDV eng verwandte Schaf- und Ziegenpockenvirus zugrunde liegt. Es liegen auch experimentelle Studien mit einer rekombinanten Capripox-Rinderpest-Virus-Vakzine gegen LSDV vor.

Bekämpfung

Die LSD ist anzeigepflichtig. In freien Gebieten herrscht ein Behandlungs- und Impfverbot. Ausbrüche in endemischen Gebieten werden durch veterinärpolizeiliche Maßnahmen bekämpft. Mit kombinierten Impfprogrammen kann dort versucht werden, die klinischen Erscheinungen und die Ausbreitung der Seuche gering zu halten.

Literatur

HUNTER, P., WALLACE, D. (2001): Lumpy skin disease in southern Africa: a review of the disease and aspects of control. J. S. Afr. Vet. Assoc. 72: 68–71.

NGICHABE, C. K., WAMWAYI, H. M., NDUNGU, E. K., MIRANGI, P. K., BOSTOCK, C. J., BLACK, D. N., BARRETT, T. (2002): Long term immunity in African cattle vaccinated with a recombinant capripox-rinderpest virus vaccine. Epidemiol. Infect. 128: 343–349.

2.6 Transmissible Bovine Spongiforme Enzephalopathie (BSE)   M. H. Groschup, O.-R. Kaaden

Syn.: bovine spongiform encephalopathy; mad cow disease

Kurzbeschreibung

In den Jahren 1985 / 86 trat bei Rindern in Großbritannien eine neue Erkrankung auf, die entsprechend ihren pathohistologischen Veränderungen als bovine spongiforme Enzephalopathie (BSE) bezeichnet wurde. Klinisch an BSE erkrankte Rinder zeigen im Wesentlichen Veränderungen in der Motorik, Sensorik und im Verhalten. Weltweit erkrankten bis dato etwa 190000 Rinder an BSE, annähernd 98 % der Fälle davon im Vereinigten Königreich. Aber auch in Irland (1637 Fälle), Portugal (1061 Fälle), Frankreich (1001 Fälle), der Schweiz (463 Fälle), Deutschland (417 Fälle) sowie in nahezu allen anderen europäischen Ländern sowie in den USA (2 Fälle), Kanada (17 Fälle) und Japan (35 Fälle) wurde BSE gefunden (Stand 01 / 2010).

Retrospektive epidemiologische Untersuchungen ergaben, dass in Großbritannien besonders zwei Faktoren für die massenhafte Verbreitung der BSE verantwortlich waren:

• Zu Beginn der 1980er Jahre wurde die Verfütterung von Tierkörpermehl als kostengünstiges Protein an Milchviehkälber eingeführt.

• Gleichzeitig wurde die Technologie der Tierkörpermehlherstellung in britischen Tierkörperbeseitigungsanstalten Mitte der 1970er Jahre aus ökonomischen Gründen geändert. So wurde die Erhitzungstemperatur für die Tierkörperteile in manchen Tierkörperbeseitigungsanlagen auf unter 100 °C gesenkt und es wurden andere Fettextraktionsschritte vorgenommen.

Ätiologie

Die eigentliche Natur des ätiologischen Agens ist bislang noch nicht endgültig geklärt. Es wird vorläufig den »unkonventionellen Erregern« zugeordnet (s. Anhang). Vermutlich handelt es sich dabei um eine pathologische Faltungsform (sog. Prion oder PrP^BSE) des körpereigenen (zellulären) Prion-Proteins (PrP^C), welches sich in einer Art autokatalytischen Umfaltungsreaktion replizieren kann. PrP^BSE ist partiell resistent gegenüber körpereigenen Proteasen (Anschoppung im Gewebe). Analog entfernt Proteinase K in vitro nur den N-Terminus (ca. 80 Aminosäuren) von PrP^BSE, so dass ein ca. 145 Aminosäuren umfassendes Fragment mit einer Molekülmasse von ca. 19 kDa bestehen bleibt. Da das Prion-Protein C-terminal ein- oder zweifach glykosyliert sein kann, werden zusätzlich zum nicht glykosylierten PrP^BSE-Fragment zwei weitere mit bis zu 29 kDa festgestellt.

Neben dem klassischen BSE-Typ aus Großbritannien wurden in den letzten Jahren weltweit ca. 50 atypische BSE-Fälle bei über acht Jahre alten Rindern festgestellt, die mutmaßlich spontaner Genese sind. Die Verfütterung von Material eines solchen Falles stand vermutlich am Anfang der britischen BSE-Epidemie.

Klinische und pathologische Leitsymptomatik

Es wird vermutet, dass sich Rinder kurz nach der Geburt über das Futter infizieren und im Alter von vier bis sechs Jahren (Inkubationszeit) erkranken. Das jüngste, bisher erkrankte Tier war zum Zeitpunkt des Auftretens klinischer Symptome 20 Monate alt, das älteste annähernd 23 Jahre. Ein Kudu-Kalb erkrankte im Alter von sechs Monaten an BSE.

Die klinischen Symptome äußern sich in Störungen des Verhaltens, der Motorik und der Sensorik. In der Anfangsphase der Erkrankung wird zunächst eine zunehmende Nervosität, gefolgt von Hyperästhesie, insbesondere gegenüber taktilen, akustischen und Lichtreizen, beobachtet. Gelegentlich tritt auch Aggressivität (Ausschlagen, Stoßen von Nachbartieren) auf. Erkrankte Rinder zeigen ein verstärktes Ohrspiel und belecken häufig ihre Nasenlöcher. Auch Zähneknirschen gehört zu den häufigen Symptomen. Infolge von Störungen der Motorik kommt es zu Ataxien besonders in der Hinterhand, Niederstürzen und Paresen bis hin zum Festliegen im agonalen Stadium.

Pathogenese

Die Pathogenese der BSE ist noch nicht endgültig aufgeklärt. Neueste Befunde belegen, dass der BSE-Erreger nach oraler Aufnahme in den Zellen der Peyerschen Platten im distalen Ileum initial vermehrt wird und von dort über das sympathische und parasympathische Nervensystem in das ZNS aufsteigt. Die bisher vorliegenden Befunde geben bei Rindern anders als bei der Scrapie-Infektion bei kleinen Wiederkäuern keine Hinweise auf eine hämatogene oder lymphogene Erregerausbreitung.

Bei der pathohistologischen Untersuchung stehen degenerative Veränderungen des Hirnstammes sowie des Rückenmarks im Vordergrund. Diese äußern sich in Form einer spongiformen Enzephalopathie vorwiegend im Nucleus tractus solitarii, dem Nucleus tractusspinalis des N. trigeminus und dem dorsalen Motonukleus des N. vagus, wobei diese vakuolären Degenerationen symmetrisch ausgeprägt sind. Multiple vakuoläre Degenerationen finden sich außerdem im Neuropil der Medulla oblongata. Entzündliche Veränderungen in den genannten Hirnregionen fehlen dagegen vollständig und es tritt kein Fieber auf.

Neben Rindern erkrankten in Großbritannien auch Wildwiederkäuer in Zoos (Oryx, Nyala, Kudu) sowie Haus- und in Zoos gehaltene Wildkatzen (feline spongiform encephalopathy: FSE). 1995 / 96 trat in Großbritannien erstmalig eine Variante der Creutzfeldt-Jakob-Krankheit (vCJD) beim Menschen auf. Diese zeichnet sich gegenüber der klassischen CJD durch folgende Eigenschaften aus:

• Auftreten bei jungen Menschen (Durchschnittsalter 29 Jahre) und meist über ein Jahr dauernde Krankheitsphase bis zum Tod,

• anfängliches Auftreten überwiegend motorischer statt nervöser Symptomatik,

• vCJD-Opfer waren bisher stets homozygote Träger einer natürlich vorkommenden Allel-Variante des Prion-Gens (Vorkommen bei > 40 % aller Mitteleuropäer), welches für die Aminosäure Methionin an der Position 129 des Prion-Poteins kodiert (Meth.-Meth.-Homozygotie),

• Auftreten von »floriden« Plaques im ZNS,

• das pathologische Prion-Protein (PrP^vCJD) in den Plaques besitzt insgesamt eine weniger stark ausgeprägte Protease-Resistenz als PrP^CJD, wobei der N-Terminus stärker abgedaut wird, weshalb das resultierende PrP^vCJD-Fragment ca. 1 kDa kleiner und in stärkerem Maße zweifach glykosyliert ist als PrP^CJD.

Bisher erkrankten weltweit mehr als 190 Menschen an der stets tödlich verlaufenden vCJD, die überwiegende Mehrzahl davon in Großbritannien. In Deutschland wurde bislang kein vCJD-Fall festgestellt. Der kausale Zusammenhang zwischen BSE und vCJD gilt heute aufgrund epidemiologischer Anhaltspunkte (zeitliche und örtliche Koinzidenz), der molekularbiologischen Ähnlichkeiten beider Erreger (biochemisch gleichartige Prion-Protein-Ablagerungen im Gehirn bei Mensch und Rind) sowie aufgrund der Ergebnisse tierexperimenteller Studien (Mausübertragungsversuche, Übertragung auf nichthumane Primaten) als erwiesen.

Diagnostik

Differenzialdiagnostisch müssen vor allem die Tollwut, die Aujeszkysche Krankheit, Listeriose sowie Stoffwechselerkrankungen ausgeschlossen werden.

Direkter Infektionsnachweis

Am lebenden Tier

Ein Erregernachweis am lebenden Tier ist bislang nicht möglich, da sich die Erreger nahezu ausschließlich im ZNS vermehren.

Am toten Tier

Es muss zwischen BSE-Schnelltests zur initialen Verdachtsdiagnose und den von der OIE anerkannten Bestätigungstests unterschieden werden.

BSE-Schnelltests sind kommerziell vertriebene Testformate (ELISA-, Westernblot-, Dip-Stick etc.) zum Nachweis von PrP^BSE in homogenisierten Stammhirnproben. Seit Anfang 2009 müssen in Deutschland nur noch alle über 48 Monate alten geschlachteten oder gefallenen Rinder (vorherige Altersgrenzen 30 bzw. 24 Monate) mittels BSE-Schnelltests untersucht werden.
Als Bestätigungstests sind die histopathologische Untersuchung des Gehirnstammes (auf das Vorliegen spongiformer Veränderungen), der immunhistochemische PrP^BSE-Nachweis an Gehirnschnitten sowie ein spezieller Westernblot zum PrP^BSE-Nachweis (ähnlich wie der BSE-Schnelltest, aber mit zusätzlich vorgeschalteten Ultrazentrifugationsschritten zur Anreicherung) anerkannt. Aufgrund des größeren apparativen Aufwandes sind diese Bestätigungstests für Massenuntersuchungen nicht geeignet. Weiterhin ist der Übertragungsversuch auf konventionelle oder neuerdings transgene Mäuse möglich, obschon die Ergebnisse hierbei erst nach vielen Monaten oder Jahren vorliegen.

Indirekter Infektionsnachweis

Da infizierte oder erkrankte Rinder keine Immunabwehrmechanismen gegen den BSE-Erreger ausbilden, ist ein Ak-Nachweis nicht möglich.

Prophylaxe

Das Fütterungsverbot von Tierkörpermehl an Wiederkäuer stellt den wirksamsten Schutz vor BSE-Infektionen dar. In der EU gilt seit dem 01.01.2001 ein generelles Verfütterungsverbot für Tiermehl aus Säugetieren an Säugetiere, um auch die unbeabsichtigte Kontamination von Rinderfutter mit Tiermehl in z. B. Schweinefutter zu verhindern. Gleichzeitig müssen die sog. Spezifizierten Risikomaterialien (SRM) entfernt und unschädlich beseitigt werden. Hierbei handelt es sich um Gewebe, in denen eine BSE-Erregervermehrung gezeigt wurde oder vermutet wird. Dies sind derzeit altersunabhängig die Tonsillen und Eingeweide (Duodenum bis Rektum), bei über 12 Monate alten Rindern zusätzlich der Schädel (einschließlich Gehirn, Augen) und das Rückenmark sowie bei über 30 Monate alten Rindern die gesamte Wirbelsäule.

Es gibt bei Rindern keine Hinweise auf das Vorkommen von horizontalen oder vertikalen (Muttertier auf Kälber) BSE-Übertragungen.

Bekämpfung

Die BSE unterliegt der Anzeigepflicht. Ansteckungsverdächtige oder erkrankte Tiere müssen getötet und diagnostisch untersucht werden. BSE wird nicht direkt von Tier zu Tier übertragen. Seit dem Jahre 2008 dürfen deshalb beim Auftreten eines BSE-Falles in einem Bestand alle anderen Rinder weiter landwirtschaftlich genutzt werden. Sie dürfen jedoch nur unter Auflagen (eindeutige Rückverfolgbarkeit) in andere Bestände verbracht werden und müssen im Falle ihrer späteren Schlachtung / Tötung mittels BSE-Schnelltests untersucht werden.

Literatur

HÖRNLIMANN, B., RIESNER, D., KRETZSCHMAR, H. (2007): Prions in humans and animals. Walter de Gruyter, Berlin.

2.7 Bovine Virusdiarrhoe   V. Moennig, B. Liess

Syn.: Schleimhautkrankheit; Virusdiarrhoe; mucosal disease (MD)

Kurzbeschreibung

Infektionen mit dem Virus der bovinen Virusdiarrhoe (BVD) verlaufen meist subklinisch. Die Seroprävalenz hängt u. a. von der regionalen Rinderdichte ab und beträgt 50–90 %. Intrauterine Infektionen verursachen beim Rind – abhängig vom Trächtigkeitsstadium – embryonalen Fruchttod, verschiedene teratogene Veränderungen oder immuntolerante, zeitlebens persistent-virämische Kälber. Diese können im Laufe ihres Lebens an der tödlichen MD erkranken. Auch kleine Hauswiederkäuer, Schweine und Wildwiederkäuer können infiziert werden.

Ätiologie

Zusammen mit dem border disease (BD)-Virus (BDV) und dem Virus der Klassischen Schweinepest (KSPV) gehören die BVD-Viren (BVDV) mit den antigenetisch unterschiedlichen Spezies 1 und 2 zur Gattung Pestivirus der Familie Flaviviridae (s. Anhang). Beide BVDV Spezies kommen natürlicherweise als nichtzytopathogene (nzp) Biotypen vor, werden aber auch in Verbindung mit der tödlich verlaufenden MD als zytopathogene (zp) Biotypen angetroffen.

Klinische und pathologische Leitsymptomatik

Postnatale BVDV-Infektionen verlaufen meist ohne klinische Symptome und bleiben daher unbemerkt. Nach experimenteller Infektion werden lediglich nach drei bis fünf Tagen Fieber und eine vorübergehende Abnahme der Leukozytenzahlen im peripheren Blut beobachtet. Solche Tiere bilden nAk und eliminieren das Virus vollständig.

Tödlich verlaufende hämorrhagische Krankheiten mit multiplen petechialen Blutungen in allen Organen sind als seltenes Ergebnis einer postnatalen akuten Infektion mit bestimmten Isolaten des BVDV 2 beschrieben worden und werden mit einer erhöhten Virulenz der beteiligten Viren begründet. Kälber, die in utero bis etwa zum 120. Trächtigkeitstag infiziert wurden, sind häufig persistent-virämisch und können klinisch völlig gesund erscheinen. Später bleiben viele in ihrer Entwicklung zurück.

Kongenitale Missbildungen, insbesondere des ZNS, treten bei Kälbern nach transplazentarer Infektion am Übergang zum zweiten Drittel der Trächtigkeit bei transient-virämischen Müttern auf. Solche Missbildungen sind Hypo- oder Aplasie des Kleinhirns, Hydrocephalus internus, Hydranenzephalie mit der Folge des okulo-zerebellären Syndroms, Tortikollis, Wachstumshemmungen, Kümmern und akromegale Kopfentwicklung. Als andere Folgen der intrauterinen Infektion sind zu nennen: Fruchttod, Mumifikation und Abort. Späte Infektionen (nach etwa dem 120. Tag) führen zur Geburt gesunder Kälber mit präkolostralen Ak gegen das BVDV.
Die postnatal tödlich verlaufende MD tritt bei persistent-infiziert geborenen Rindern in der Mehrzahl bis zum Alter von zwei Jahren auf. Sie führt innerhalb von einer bis zwei Wochen zum Tode und ist gekennzeichnet durch petechiale Blutungen sowie Erosionen und Nekrosen der Schleimhäute des Verdauungstraktes. Hautnekrosen können gelegentlich in den Zwischenklauenspalten auftreten. Pneumonien werden ebenfalls im Zusammenhang mit MD beobachtet.

Pathogenese

Die spontane transiente Infektion bei empfänglichen Rindern erfolgt oronasal. Die erste Virusvermehrung findet im lymphoretikulären Gewebe des Oropharynx, besonders im Kryptenepithel der Tonsillen statt. Danach folgen Ausbreitung zu regionären Lymphknoten mit dortiger Virusvermehrung und Virämie. Die Tiere scheiden einige Tage lang das Virus vor allem mit dem Nasensekret aus und sind vorübergehend immunsupprimiert. Im Blut ist das Virus in der Leukozytenfraktion und im Plasma nachweisbar, nach Bildung von nAk bis zur vollständigen Eliminierung nur noch in der Zellfraktion.

Die pränatale Infektion kann in allen Stadien der Trächtigkeit virämischer Muttertiere stattfinden. Bis etwa zum 120. Tag ist der Fetus noch nicht zu einer eigenen Immunantwort gegen das Virus befähigt, der Erreger induziert daher Immuntoleranz und Viruspersistenz.

Bei der Entstehung der MD spielen die zwei Biotypen des Virus eine entscheidende Rolle. Das nzpBVDV wird regelmäßig in persistent-virämischen Tieren gefunden, während bei MD-Fällen daneben auch zpBVDV isoliert werden kann. Die tödliche MD kann durch Überinfektion persistent-virämischer Rinder mit epitop-homologem oder antigenetisch verwandtem zpBVDV erzeugt werden. Unter natürlichen Bedingungen entwickelt sich die MD primär in persistent-virämischen Rindern durch Mutation des nzpBVDV zum zpBVDV. Sekundär wird das neu entstandene zpBVDV enteral ausgeschieden und kann andere persistent-infizierte Rinder im gleichen Bestand überinfizieren. In Betrieben mit einer hohen Rate persistent-virämischer Jungtiere kann dieser »Domino-Effekt« zu schweren Verlusten führen.

Diagnostik

Der Diagnose der persistierenden BVDV-Infektion kommt eine große Bedeutung zu.

Direkter Infektionsnachweis

Am lebenden Tier

Aus der Lymphozytenfraktion gerinnungsgehemmter Blutproben kann mit hoher Empfindlichkeit das BVDV in bovinen Zellkulturen isoliert werden. In Blut- oder Ohrstanzproben persistent-virämischer Tiere kann BVDV Antigen im Rahmen von Bestandsuntersuchungen, mittels antigen-capture-ELISA oder RT-PCR nachgewiesen werden. In den ersten drei Monaten post partum ist die »diagnostische Lücke« zu beachten. Maternale virusspezifische Ak können mit einigen Testsystemen interferieren und eine persistierende Infektion maskieren. Die RT-PCR an Ohrstanzproben soll auch in der kritischen Zeit zuverlässige Ergebnisse liefern. Akut infizierte Tiere werden durch den ELISA allerdings nicht mit hinreichender Sicherheit erkannt. In Sammelmilchproben kann die Anwesenheit persistent infizierter Tiere mittels RT-PCR in Gruppen von etwa 50 Tieren nachgewiesen werden. In positiven Fällen erfolgt die Identifizierung der infizierten Tiere durch die Untersuchung von Einzeltierblutproben.

Am toten Tier

Aus Darminhalt o. a. Sektionsmaterial (Tonsille, Parotis, Lymphknoten, Milz) kann BVDV kulturell isoliert werden. In den meisten Fällen ist es nzpBVDV, in Fällen akuter MD auch epitop-homologes zpBVDV.

BVDV-Antigen lässt sich im Gefrierschnitt geeigneter Organe mittels IFT oder Immunperoxidase-Tests nachweisen, wenn keine blockierenden Ak im Gewebe vorhanden sind.
Die RT-PCR kann ebenfalls zum Nachweis von BVDV aus Sektionsproben verwendet werden.

Indirekter Infektionsnachweis

Nach akuter BVDV-Infektion bilden immunkompetente Rinder humorale Ak, die im NT oder im ELISA nachweisbar sind. Sammelmilchproben können im ELISA zur kostengünstigen Erhebung des serologischen Status eines Milchviehbestandes herangezogen werden. Maternale Ak haben eine serologische Halbwertszeit von etwa drei Wochen. Bei persistent-virämischen Kälbern sind kolostrale Ak nur kurzzeitig nachweisbar. Sie können Ak gegen epitop-heterologe Virusantigene bilden, z. B. nach Impfung.

Prophylaxe

Persistent-infizierte Tiere stellen Virusreservoire dar, von denen ständige Neuinfektionen ausgehen. Die lange Lebenszeit einzelner persistent-infizierter Tiere (mehrere Jahre) sowie ihre Mobilität bei regem Tierhandel ermöglichen die großflächige Verbreitung des BVDV und erklären das ubiquitäre Vorkommen.

Ziele einer sinnvollen Prophylaxe sind:

• die Identifizierung und Eliminierung persistent-infizierter Tiere zur Unterbrechung des Infektionszyklus,

• die Vermeidung der mit der intrauterinen Übertragung des BVDV verbundenen wirtschaftlichen Schäden und

• die Verhinderung der Entstehung neuer persistent-infizierter Tiere.

Das Letztere kann durch eine planmäßige Impfung weiblicher Tiere rechtzeitig vor der ersten Trächtigkeit erreicht werden. Hierzu stehen sowohl inaktivierte als auch attenuierte Lebendimpfstoffe zur Verfügung. Da Totimpfstoffe allein eine transplazentare Virusübertragung nicht immer sicher verhindern können, ist eine kombinierte Impfung mit erstmaliger Applikation von inaktiviertem und vier Wochen später einer Wiederholung mit attenuiertem Impfstoff (zweistufiges Impfverfahren) angezeigt.

In Gegenden mit geringer Seroprävalenz kann – bei gleichzeitiger strikter Betriebshygiene zur Vermeidung einer Infektionseinschleppung in den Bestand – auf eine Impfung verzichtet werden. Weitere prophylaktische Maßnahmen:

• Verwendung von Sperma BVDV-freier Bullen,

• Kontrolle von Spender- und Empfängertieren beim Embryotransfer,

• Vermeidung des Zukaufs akut infizierter oder persistent-virämischer Tiere in einen Bestand.

Bekämpfung

Die skandinavischen Länder haben die BVD konsequent bekämpft und sind mittlerweile frei von der Seuche, in einigen anderen EU-Mitgliedsstaaten wird BVD im Rahmen staatlicher oder freiwilliger Maßnahmen bekämpft. In Deutschland ist BVD seit 2004 anzeigepflichtig, und es gibt eine Verordnung zur staatlichen Bekämpfung, die 2011 in Kraft treten soll.

Literatur

LIESS, B. (1985): Bedeutung der Immuntoleranz für die Pathogenese der bovinen Virusdiarrhoe (BVD). Berl. Münch. tierärztl. Wochenschr. 98: 420–423.

MOENNIG, V., HOUE, H., LINDBERG, A. (2005): BVD control in Europe: current status and perspectives. Anim. Health Res. Rev. 6: 63–74.

ZIMMER, G., WENTINK, M. G. H., BRUSCHKE, C., WESTENBRINK, F. J., BRINKHOF, J., DE GOEY, I. (2002): Failure of foetal protection after vaccination against an experimental infection with bovine virus diarrhea virus. Vet. Microbiol. 89: 255–265.

2.8 Bösartiges Katarrhalfieber (BKF)   M. Ackermann

Syn.: Bösartige Kopfkrankheit; coryza gangraenosa bovum; malignant catarrhal fever (snotziekte)

Kurzbeschreibung

BKF ist eine sporadisch auftretende, hoch fieberhaft verlaufende, systemische Erkrankung von Rindern, Wasserbüffeln, domestizierten Hirschen und verschiedenen wild lebenden Wiederkäuern sowie Schweinen mit meist letalem Ausgang (> 90 %). Die klinischen Erscheinungen und pathologisch-anatomischen Befunde sind immer ähnlich, obwohl zwei Ätiologien unterschieden werden. In Afrika und bei Zootieren wird häufig die Gnu-originäre Form von BKF (GO-BKF) beobachtet, welche durch das Alcelaphine Herpesvirus 1 verursacht wird. Außerhalb von Afrika ist BKF meist durch das Ovine Gammaherpesvirus Typ 2 bedingt. Da man nachweisen konnte, dass dieser Erreger von Schafen auf das Rind übertragen wird, bezeichnet man diese Form auch als Schafassoziiertes BKF (SA-BKF).

Ätiologie

Es gibt mehrere Erreger von BKF, aber alle werden der Familie der Herpesviridae, Subfamilie Gammaherpesvirinae, Genus Rhadinovirus zugerechnet (s. Anhang). Das Alcelaphine Herpesvirus 1 (AlHV-1) gilt als Erreger für die »Gnu-originäre« Form von BKF. Diese tritt vor allem bei Gnus und anderen Wildwiederkäuern in Afrika und bei bestimmten Zoowiederkäuern auf. Erreger der »Schaf-assoziierten« Form von BKF ist das Ovine Herpesvirus 2 (OvHV-2). Dieses Virus kommt weltweit vor und wird bei sämtlichen Schafrassen, zum Teil auch in Ziegenpopulationen, in hoher Prävalenz festgestellt. Die genannten Tierarten erkranken nicht an BKF und werden als »Reservoir-Wirte« bezeichnet. Davon abzugrenzen sind »Indikator-Wirte«, welche das Virus normalerweise nicht in sich tragen und infolge der Infektion an BKF erkranken, z. B. Rind und Hirsch.

Klinische und pathologische Leitsymptomatik

BKF geht mit Fieber und stark gestörtem Allgemeinbefinden einher und führt meist innerhalb weniger Tage zum Tod. Durchfall, Hämaturie, Nasenausfluss sowie Augen- und Schleimhautläsionen, jeweils allein oder in unterschiedlichen Kombinationen, unterstützen die klinische Verdachtsdiagnose. Bei den Augenveränderungen ist insbesondere auf Tränenfluss, Korneatrübung, Blepharospasmus und Infektion der Skleralgefäße zu achten.

Die makroskopisch-pathologischen Befunde reichen nicht zur Diagnosestellung aus. Die histologischen Befunde sind jedoch sehr charakteristisch und umfassen insbesondere lymphohistiozytäre Entzündungsreaktionen in Gefäßnähe, in der Adventitia, seltener der Intima und Media von Blutgefäßen, meist Arteriolen. In diesen Infiltraten dominieren große granulierte T-Lymphozyten (nichteitrige Entzündung). Daneben werden fibrinoide Gefäßwanddegenerationen und Gefäßwandnekrosen ohne zelluläre Infiltrate beobachtet. Es können praktisch alle Organe betroffen sein, aber am zuverlässigsten findet man die Veränderungen im Gehirn sowie in Harnblase, Leber, Niere und Herz. In 60 bis 70 % der Fälle sind zudem die Augen betroffen.

Pathogenese

In Europa und Nordamerika erkranken in erster Linie Rinder an SA-BKF, aber auch Hirsche, Schweine, Wasserbüffel und Bisons sind gefährdet. Meist kann ein früherer Kontakt der betroffenen Tiere zu Schafen oder Ziegen nachgewiesen werden, wobei dieser unter Umständen Wochen und Monate zurückliegen kann. In Neuseeland steht eher die Problematik mit Hirschen, insbesondere in Gehegehaltungen, im Vordergrund. Die Übertragungswege vom Schaf auf die betroffenen Tiere sind nicht genau bekannt. Allerdings wird eine Saisonalität festgestellt, die mit dem Fortpflanzungsrhythmus der Schafe einhergeht. Die Lämmer kommen frei von OvHV-2 zur Welt und infizieren sich innerhalb der ersten sechs Lebensmonate. Bei der Erstinfektion wird massiv Virus ausgeschieden, so dass die Wahrscheinlichkeit einer Übertragung auf andere Tierarten vorübergehend hoch ist. Dementsprechend treten die meisten SA-BKF-Fälle bei uns zwischen April und Juni auf. Ein zweiter, kleinerer peak wird in den Wintermonaten beobachtet.
Von BKF betroffene Rinder scheiden kein oder nur ganz wenig Virus aus, so dass erkrankte Tiere nicht als unmittelbar gefährlich eingestuft werden müssen. Pathogenetisch bedeutsam für BKF ist die Vermehrung und Auswanderung latent infizierter Lymphozyten, welche zytotoxische Eigenschaften aufweisen. Neueren Untersuchungen zufolge ist in diesen Zellen die Apoptose blockiert, während viele replikative Gene hochreguliert sind, was zu unkontrollierter Zellvermehrung führt. In seltenen Fällen (1–4 %) überleben einzelne Tiere das BKF, bleiben dann aber zeitlebens infiziert.

In Afrika infizieren sich Hausrinder mit GO-BKF bei gemeinsamer Weidehaltung über Nasen- und Augensekret, Fruchtwasser und Nachgeburt von klinisch inapparent infizierten Gnus.

Diagnostik

Differenzialdiagnostisch ist in erster Linie an mucosal disease, IBR / IPV, MKS, Rinderpest, bakterielle Weidekeratokonjunktivitis (Moraxella bovis und Mycoplasma conjunctivae) sowie fütterungsbedingte Fotosensibilisierung zu denken. Außerdem kommen weitere Erkrankungen der Atemwege (BRSV, PI-3), des Darmtrakts (Salmonellen, Rotaviren, Coccidien) sowie des ZNS (BSE, BHV-5, Listeriose) in Frage.

Direkter Infektionsnachweis

Am lebenden Tier

Die Verdachtsdiagnose stützt sich auf die oben genannten klinischen Symptome sowie auf die Anamnese von Kontakt zu Schafen, Ziegen oder Zootieren. Der Nachweis von OvHV-2-DNA mittels verschiedener PCR-Methoden gilt als Goldstandard für die Labordiagnostik. Als Untersuchungsmaterial eignet sich EDTA-Blut, aus welchem weiße Blutzellen für die DNA-Extraktion gewonnen werden. Da sich das Virus in erkrankten Tieren praktisch nicht aktiv vermehrt, ist der Antigennachweis obsolet. OvHV-2 lässt sich bislang nicht in Zellkulturen vermehren. Hingegen gelingt die Virusisolierung für den Nachweis von AlHV-1.

Am toten Tier

Neben der histopathologischen Untersuchung sind Analysen mittels PCR zu veranlassen. Als Untersuchungsmaterial eignen sich Gehirn, Lymphknoten und Milz.

Indirekter Infektionsnachweis

Serologische Methoden spielen eine untergeordnete Rolle, weil die »Indikator-Wirte« häufig noch vor der Ausbildung von nennenswerten Ak-Titern sterben oder aus tierschützerischen Gründen getötet werden müssen. Andererseits sind die »Reservoir-Wirte« normalerweise fast alle seropositiv. Auf ELISA basierende Ak-Tests kommen deshalb höchstens zur Überwachung von OvHV-2-freien Schafherden in Betracht sowie zur Diagnostik an Tieren, welche BKF überlebten.

Prophylaxe

Impfstoffe sind nicht verfügbar. In der Schweiz hat sich gezeigt, dass es sehr gut möglich ist, kleine Schafherden zu gründen und zu halten, welche frei von OvHV-2 sind. Zu diesem Zweck werden die Lämmer unmittelbar nach der Geburt von den Muttertieren weggenommen und von Hand aufgezogen. Kontakt zu konventionell aufgezogenen Schafen ist unbedingt zu vermeiden. Es kann Kolostrum von Kühen oder besser noch von bereits OvHV-2-freien Muttertieren verwendet werden. Eine virologische Überwachung solcher Herden ist angezeigt. Zukauf von Schafen aus nicht kontrollierten Beständen bringt die Infektion mit sehr großer Wahrscheinlichkeit zurück, ohne dass Krankheitssymptome bei den Schafen auftreten. Unter solchen Umständen sind gemeinschaftlich mit den Schafen gehaltene Rinder, Schweine und Hirsche besonders gefährdet.

Bekämpfung

BKF ist in Deutschland sowie in der Schweiz meldepflichtig. Erkrankte Rinder bieten keine günstige Prognose auf Rekonvaleszenz. Freier Kontakt zwischen »Reservoir-Wirt« und »Indikator-Wirt« ist zu vermeiden.

Literatur

ACKERMANN, M. (2005): Virus im Schafspelz. Schweiz. Arch. Tierheilkd. 147: 155–164.

ALBINI, S., ZIMMERMANN, W., NEFF, F., EHLERS, B., HÄNI, H.-J., LI, H., HÜSSY, D., CASURA, C., ENGELS, M., ACKERMANN, M. (2003): Porcines Bösartiges Katarrhalfieber: Diagnostische Befunde und erstmaliger Nachweis des Erregers bei erkrankten Schweinen in der Schweiz. Schweiz. Arch. Tierheilkd. 145: 61–68.

PLOWRIGHT, W. (1968): Malignant catarrhal fever. J. Am. Vet. Med. Assoc. 152: 795–801.

2.9 Stomatitis papulosa des Rindes (SPR)   H.-R. Frey, B. Liess

Kurzbeschreibung

Die Stomatitis papulosa (SPR) ist eine bei Rindern relativ häufig auftretende Virusinfektion, die meist milde verläuft und durch papulöse oder ulzerierende Exantheme an der äußeren Haut und der Schleimhaut besonders des Flotzmauls, der Zunge, des Zahnfleischs, des Gaumens oder am Euter gekennzeichnet ist. In kontaktintensiven Großbetrieben verläuft die Infektion mit hoher Morbidität, bei älteren Rindern jedoch meist subklinisch bis nahezu unbemerkt. Bei Jungtieren treten dagegen Stomatitiden mit unterschiedlichem Schweregrad des Krankheitsbildes auf. Schwein, Pferd und Carnivoren sind gegenüber dem Virus der SPR refraktär. Die Übertragung des Virus auf den Menschen über Hautläsionen ist bei engem Kontakt mit erkrankten Rindern möglich (Zoonose). Es kommt hierbei nach heutiger Kenntnis zu komplikationslos abheilenden papulösen Exanthemen an Händen und Armen.

Ätiologie

Das SPR-Virus gehört zur Familie der Poxviridae, Subfamilie Chordopoxvirinae, Genus Parapoxvirus und der Spezies-Bezeichnung Parapoxvirus bovis 1 (PPV bovis 1). Diesem Genus gehören des Weiteren das Virus des Ecthyma contagiosum (Orf-Virus, Parapoxvirus ovis) und der Erreger der Pseudokuhpocken (Melkerknoten) an, das Parapoxvirus bovis 2 (PPV bovis 2, s. Anhang) .

Klinische und pathologische Leitsymptomatik

Der Verlauf der Erkrankung ist im Allgemeinen mild. Nach Inkubation von drei bis sechs Tagen entwickelt sich insbesondere auf den Schleimhäuten des Flotzmauls und des harten Gaumens eine erosive und gelegentlich ulzerative, schmerzhafte Stomatitis mit vermehrtem Speichelfluss und verringerter Futteraufnahme. Im Verlauf der Generalisation können neben den Stomatitiden auch ulzerierende Papeln am Euter und an den Zitzen auftreten.

Pathogenese

Nach Eindringen des PPV bovis 1 über Haut- bzw. Schleimhautläsionen kommt es zur zyklischen Vermehrung mit Generalisation des Virus über den Blut- und Lymphweg. In betroffenen Haut- und Schleimhautbezirken entstehen virusbedingte Veränderungen im Stratum germinativum und Stratum spinosum wie Ballonisierung, Vakuolisierung und Zerfall der infizierten Zellen. Um die makroskopisch erkennbare, zentral liegende Papel bilden sich häufig konzentrisch angeordnete Entzündungsringe, die der Hautveränderung ein Kokarden-ähnliches Aussehen verleihen. Eine protektive Immunität entwickelt sich, wenn überhaupt, nur langsam. Die Immunität ist vor allem zellvermittelt und nur von kurzer Dauer, tritt jedoch schnell ein.

Diagnostik

Direkter Infektionsnachweis

Am lebenden Tier

Zur Sicherung der klinischen Verdachtsdiagnose und zum differenzialdiagnostischen Ausschluss von Infektionen mit dem BHV-1 (respiratorische Form), von BKF, MKS oder BVD kann der elektronenmikroskopische Schnellnachweis der Viruspartikel in Suspensionen von Borkenmaterial oder Geschabsel von veränderten Haut- oder Schleimhautbezirken erfolgen. Aus demselben Untersuchungsmaterial kann versucht werden, das PPV bovis 1 in primären Kulturen aus embryonalen bovinen oder ovinen Nieren- oder Lungenzellen unter Entstehung eines zpE anzuzüchten. Im Gegensatz zu bovinen Orthopoxviren (s. Anhang) und zum Virus der Lumpy-skin-Krankheit (s. d.) vermehrt sich das PPV bovis 1 nicht auf der CAM von embryonierten Hühnereiern.

Am toten Tier

Die Untersuchungsmaterialien und -verfahren sind im Wesentlichen die gleichen wie die beim lebenden Tier.

Indirekter Infektionsnachweis

Die Untersuchung gepaarter Serumproben von Einzeltieren im AGPT, VNT, IFT oder ELISA ist wegen der nur schwach ausgeprägten Ak-Bildung praktisch nicht verwertbar. Für die Herdendiagnose mittels dieser Testverfahren ist der Ak-Nachweis bei einer begrenzten Anzahl von Rindern jedoch möglich.

Prophylaxe

Spezifische prophylaktische Maßnahmen werden bei der SPR nicht ergriffen. Ein spezieller Impfstoff gegen das PPV bovis 1 ist nicht verfügbar.

Bekämpfung

In Deutschland ist SPR meldepflichtig. Die erforderlichen Bekämpfungsmaßnahmen entsprechen im Wesentlichen denen, wie sie bei der PPV ovis-Infektion der Schafe (Lippengrind) beschrieben sind (s. d.).

Literatur

GRIESEMER, R. A., COLE, C. R. (1960): Bovine papular stomatitis. J. Am. Vet. Med. Ass. 137: 404–409.

LIEBERMANN, H. (1967): Untersuchungen über die Stomatitis papulosa unter Berücksichtigung der Differentialdiagnose. Arch. exp. Vet. Med. 21: 1319–1336.

SNIDER, T. G., McCONELL, S., PIERCE, K. R. (1982): Increased incidence of bovine papular stomatitis in neonatal calves. Arch. Virol., 71: 251–258.

2.10 Euterpocken des Rindes (Parapoxinfektion)   H.-R. Frey, B. Liess

Syn.: »falsche« Kuhpocken; Pseudokuhpocken; Paravaccinia; Melkerknoten; spurious cowpox; farmyard pox

Kurzbeschreibung

Die Euterpocken des Rindes (EPR) stellen eine weltweit verbreitete, insbesondere in Milchviehherden sporadisch bis enzootisch auftretende Erkrankung dar, die durch meist gutartig verlaufende, lokal begrenzte, exanthematöse Veränderungen am Euter sowie an der Zitzenhaut vorzugsweise bei laktierenden Kühen auftritt.
Die EPR sind insbesondere in kontaktintensiven Milchviehherden verbreitet. Sie können dort wegen vermehrt auftretender Mastitiden, Nachlassen der Milchleistung sowie wegen der Erschwernisse beim Melkvorgang eine hohe wirtschaftliche Belastung darstellen.
Durch Kontakt mit frischen Zitzenläsionen kann es zu Pocken-ähnlichen Veränderungen im Maulbereich von Saugkälbern kommen. Nach direkter Exposition können schmerzhafte, papulöse, später knotenförmige Hautveränderungen (Melkerknoten) an den Händen und den Unterarmen bei Kontaktpersonen (Melkpersonal, Tierärzte) auftreten (Zoonose).

Ätiologie

Der Erreger der EPR wird der Familie der Poxviridae, Subfamilie Chordopoxvirinae, Genus Parapoxvirus zugeordnet mit der Speziesbezeichnung: Parapoxvirus bovis 2 (PPV bovis 2). Dieses Virus ist mit den anderen Vertretern der Parapox-Gattung (PPV ovis, PPV bovis 1) serologisch eng verwandt (s. Anhang).

Klinische und pathologische Leitsymptomatik

Nach einer Inkubationszeit von fünf bis zehn Tagen entstehen auf der Euterhaut bzw. den Zitzen kleinere Erytheme, aus denen sich rasch dunkelrote Papeln entwickeln (meist etwa fünf bis zehn pro Zitze). Diese verwandeln sich in anfänglich schmerzhafte Bläschen, die in der Folge austrocknen und sich danach mit einer dunkelbraunen Kruste bedecken. Durch die von der Mitte nach außen hin fortschreitende Gewebsregeneration verbleiben an den Pockenrändern braunrote Schorfreste, die den Hautläsionen ein ring- oder hufeisenförmiges Aussehen verleihen. Diese Veränderungen sind für EPR typisch. Die beim Einzeltier etwa eine bis zwei Wochen andauernde Abheilung erfolgt unter Abstoßung der Krusten ohne Narbenbildung. Aufgrund der nur langsam im Bestand fortschreitenden Infektion kann sich das Krankheitsbild der EPR in der betroffenen Herde über mehrere Monate hinziehen und darüber hinaus auch bei Rekonvaleszenten jederzeit wieder neu auftreten.

Komplikationen mit Ausfall eines oder mehrerer Euterviertel können nach aufsteigender bakterieller Sekundärinfektion, besonders nach Pockenläsionen in der Nähe der Strichkanalöffnung, vermehrt eintreten.

Pathogenese

Das Virus der EPR gelangt über kleinere Epitheldefekte der äußeren Zitzenhaut in die tiefer liegenden Gewebeschichten. Die Verschleppung des Virus in einem Bestand mit mangelnder Stallhygiene geschieht meist über infizierte Melkbecher, durch Kontakt mit infiziertem Stallpersonal und möglicherweise aufgrund mechanischer Übertragung durch Fliegen. Die Ausscheidung und Verbreitung des EPR-Virus (EPRV) innerhalb einer Herde geschieht insbesondere durch infektiöse Pockenflüssigkeit sowie durch abgeschilfertes virushaltiges Krusten- und Borkenmaterial. Die histopathologischen Veränderungen bestehen in umschriebener Degeneration des Stratum spinosum, Zellinfiltration und lokal begrenzten Hautödemen. Nach Austrocknung der Bläschen setzt die unmittelbare Epithelregeneration unter Schorf ein, die zu den o. g. makroskopisch erkennbaren, charakteristischen Hautveränderungen führt.

Diagnostik

Differenzialdiagnostisch kommen insbesondere das Kuhpockenvirus, das Bovine Herpes-Mammilitis-Virus (BHV-2), das MKSV, die Zitzenpapillomatose sowie die Zitzen-Fotosensibilisierung in Betracht.

Direkter Infektionsnachweis

Am lebenden Tier

Das klinische Bild der EPR ist deutlich, eine Bestätigung der klinischen Verdachtsdiagnose ist jedoch aus epidemiologischen Gründen zu fordern. Die Sicherung der Diagnose ist möglich anhand von Untersuchungsmaterial aus frischen Läsionen (Blasenflüssigkeit und / oder Blasendecken) sowie von Geschabsel aus veränderten Hautbezirken oder Borkenmaterial. Das EPRV lässt sich daraus schnell mittels Elektronenmikroskopie oder ELISA identifizieren.

Die Anzüchtung des EPRV in Zellkulturen ist im Gegensatz zum Kuhpockenvirus (OPV bovis), welches sich in bovinen Zellkulturen leicht anzüchten lässt, sehr schwierig und nur nach mehreren Blind-Subpassagen möglich.

Am toten Tier

Probenentnahme und labortechnische Untersuchungsverfahren wie beim lebenden Tier.

Indirekter Infektionsnachweis

Die Ausbildung einer postinfektionellen humoralen und zellulären Immunität ist nur schwach und nur für kurze Zeit ausgeprägt. Ak-Nachweise mittels VNT und ELISA sind möglich, jedoch ohne praktische Bedeutung.

Prophylaxe

Impfstoffe sind nicht verfügbar. Prophylaktisch sollten melkhygienische Maßnahmen wie die gründliche Desinfektion von Melkgerätschaften, der Zitzen und der Hände des Melkpersonals jeweils vor dem Melken sorgfältig und konsequent durchgeführt werden.

Bekämpfung

Die Euterpockenerkrankung des Rindes unterliegt der Meldepflicht.

Literatur

PRIESSLINGER, G. (1982): Occurence of so-called pseudopox in a veterinary practice and its transmission to humans. Prakt. Tierarzt 1: 34–38.

WALTER, J., WEHREND, A., KÖNIG, M., BOSTEDT, H. (2006): Parapoxvirus-Infektion am Euter eines Rindes. Tierärztl. Prax. 24: 20–26.

2.11 Bovines-respiratorisches-Synzytialvirus-Infektion (BRSV-Infektion)   L. Haas, H.-R. Frey

Syn.: Pneumovirus-Infektion

Kurzbeschreibung

Das bovine respiratorische Synzytialvirus (BRSV) gilt neben dem bovinen Parainfluenzavirus Typ 3 als ein Primärerreger des enzootischen Bronchopneumoniekomplexes (»Rindergrippe« »Kälbergrippe«). Bakterielle Sekundärinfektionen können zu schweren Verlaufsformen (Bronchopneumonien) führen. Die serologische Prävalenz unter Rindern in Deutschland beträgt 60–80 %. Bei hoher Morbidität kann die Letalität bis zu 20 % erreichen.

Ätiologie

BRSV ist der Familie der Paramyxoviridae, Subfamilie Pneumovirinae und dem Genus Pneumovirus zugeordnet (s. Anhang).

Klinische und pathologische Leitsymptomatik

Typisch ist ein Verlauf in zwei Stadien. Die (ca. zwei Wochen bis vier Monate alten) Tiere zeigen Anorexie, Abgeschlagenheit und mäßiges Fieber. Es kann dann zur Rekonvaleszenz kommen oder aber zum Übergang in das zweite Stadium, das vor allem durch hochgradige Atembeschwerden gekennzeichnet ist, wie exspiratorische Dyspnoe mit Maulatmung, Schaum vor dem Maul, Atemgeräusche oder Hustenanfälle. Teilweise sind Unterhautemphyseme zu beobachten. Hierbei treten oft auch bakterielle Sekundärinfektionen auf (z. B. mit Mannheimia haemolytica, Pasteurella multocida, Histophilus somni, Mykoplasmen).

Pathogenese

Obwohl nach experimentellen Monoinfektionen Erkrankungen beschrieben sind, ist die Hauptbedeutung des BRSV eher als die des wichtigsten viralen Erregers im polyfaktoriellen Komplex der enzootischen Bronchopneumonie zu sehen.
Nach aerogener Aufnahme (Tröpfcheninfektion) bei empfänglichen Rindern infizieren die Viren die Epithelzellen des Respirationstraktes. Nach primärer Virusvermehrung kommt es zur lymphohämatogenen und kanalikulären Ausbreitung bis in die Lungenalveolen. Das Flimmerepithel wird geschädigt (Störung der mukoziliären clearance) und die Funktion der Alveolarmakrophagen beeinträchtigt. Bei der schweren Verlaufsform scheinen zudem immunvermittelte Prozesse, z. B. eine Th₂-Modulation der Immunantwort, eine zentrale Rolle zu spielen.

Diagnostik

Direkter Infektionsnachweis

Am lebenden Tier

Aus Nasentupferproben kann in der frühen Krankheitsphase die kulturelle Isolierung von BRSV in bovinen und ovinen Zellkulturen versucht werden (schwierig) oder mittels IFT in Zellen der Nasenschleimhaut virales Antigen nachgewiesen werden. Alternativ kann der Nachweis der viralen Nukleinsäure mittels RT-PCR erfolgen.

Am toten Tier

In Kryostatschnitten von Lungengewebe oder nach Virusisolierung aus Lungenhomogenaten in Zellkulturen kann Virusantigen mittels IFT nachgewiesen werden.

Indirekter Infektionsnachweis

Zum indirekten Infektionsnachweis wird ein ELISA oder (seltener) der NT eingesetzt. Aufgrund der hohen Seroprävalenz ist die Aussagekraft beschränkt.